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¿Puede una emulsión entrar en una celda?

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He tenido la tentación de cocinar. Stackexchange para responder una pregunta, y lo hice, loco.

(En retrospectiva, no debería haberlo hecho, debido a mi falta de recursos citables).

Escuché que una emulsión de agua en aceite puede penetrar las paredes celulares.

¿Es cierto y cómo funciona?


En las condiciones adecuadas, las emulsiones de lípidos (compuestos grasos) y agua pueden atravesar las membranas celulares. Si la emulsión se prepara correctamente, se forma una estructura conocida como liposoma, que es esencialmente una "burbuja" con una capa de moléculas grasas en el exterior y agua en el centro. Esto se ha estudiado intensamente en biotecnología, porque tales liposomas pueden usarse para llevar ADN adentro (el ADN es soluble en agua) y luego usarse para entregar ADN a las células, como en la terapia génica.

Sin embargo, normalmente, el aceite, que contiene triglicéridos, no se usa para esto, sino otro compuesto conocido como fosfolípido. Esta también es una sustancia "grasa", pero a diferencia de los triglicéridos, un extremo de la molécula es polar, lo que le ayuda a interactuar con el agua. Los fosfolípidos son el ingrediente principal de las membranas celulares y, por lo tanto, los liposomas hechos de este material pueden interactuar con las membranas celulares. Esencialmente, el liposoma puede "fusionarse" con la membrana celular de tal manera que el agua dentro de él (y cualquier otro contenido) termine dentro de la célula. Para ver un ejemplo de cómo se utiliza esta técnica, consulte este artículo.

En cuanto a la pregunta relacionada con la cocción, yo diría que es poco probable que las emulsiones de aceite y agua que se encuentran en los alimentos atraviesen las membranas celulares. Contienen principalmente triglicéridos que no son tan efectivos en esto, y probablemente no estén preparados en las condiciones adecuadas (concentraciones de aceite / agua, etc.) para que se formen los liposomas.

Además, incluso si hubiera liposomas en algunos alimentos que pudieran atravesar las membranas celulares, los alimentos en realidad no entran en contacto con las membranas celulares del sistema digestivo hasta que se descomponen en moléculas más pequeñas (inofensivas). En la boca, el esófago, el estómago, etc., los tejidos que entran en contacto con los alimentos están fuertemente protegidos por capas de moco para evitar que las células sean "atacadas" por todas las biomoléculas (y organismos) extraños que comemos.

Finalmente, varias moléculas de los alimentos en realidad no ingresan a las células de las papilas gustativas; en cambio, son detectados por los receptores del gusto presentes en el exterior de las células. (Bueno, el sensor de sabor amargo implica el transporte de iones pequeños, pero no de moléculas más grandes). Por lo tanto, probablemente debería revisar su respuesta en Cooking SE.


¿Puede una emulsión entrar en una celda? - biología

C2006 / F2402 '11 - Esquema de la conferencia n. ° 6

(c) 2011 Dra. Deborah Mowshowitz, Universidad de Columbia, Nueva York, NY. Última actualización 06/02/2011 02:55 PM

Folletos: 6A-- Transporte de glucosa a través del cuerpo (gif) 6A-- pdf
6B - RME (gif) 6B --RME (pdf)
6C - Estructura de capilares y transcitosis
(Publicado en Courseworks).
Aquí hay enlaces para un diagrama de un capilar, un diagrama de transcitosis y una micrografía electrónica de un capilar.

I. Juntando todos los métodos de transporte de moléculas pequeñas o ¿de qué sirve todo esto?

UNA. Cómo llega la glucosa del lumen del intestino y las células musculares y adiposas # 8594. Un ejemplo de cómo se utilizan los distintos tipos de transporte. (Folleto 6A) Pasos del proceso:

1. Cómo sale la glucosa del lumen. La glucosa atraviesa la superficie apical de las células epiteliales principalmente por el cotransporte de Na + / glucosa. (2º acto. Transporte).

2. Papel de la bomba de Na + / K +. La bomba en la superficie basolateral (BL) mantiene el Na + en la celda bajo, por lo que el gradiente de Na + favorece la entrada de Na +. (1 o act. Transporte)

3. Cómo sale la glucosa de las células epiteliales.

una. La glucosa (excepto la que se usa para el metabolismo de las células epiteliales) sale de la superficie BL de la célula por difusión facilitada = transporte mediado por un portador.

B. Proteína transportadora = GLUT2 (más detalles sobre la familia de proteínas GLUT a continuación).

C. Cuando la glucosa sale de las células entra en el líquido intersticial = IF = líquido entre las células del cuerpo.

4. Cómo entra y sale la glucosa de los capilares - por simple difusión a través de espacios entre las células. Las células que rodean los capilares en la mayor parte del cuerpo son nounido por uniones estrechas.

una. El material NO ingresa a los capilares por difusión a través de una membrana. El material se difunde a través del líquido en los espacios (poros) entre las células.

B. Para conocer la estructura de los capilares, consulte el folleto 6C, al final. (Vea también los enlaces al comienzo de la conferencia). Las imágenes se proporcionan en el folleto ya que la función es difícil de entender sin la anatomía. La imagen muestra cómo las células endoteliales rodean la luz capilar, formando poros entre las células. Los poros permiten la difusión (de glucosa y otras moléculas hidrófilas pequeñas, pero no de proteínas) dentro y fuera de los capilares.

C. Barrera hematoencefálica: células capilares en el cerebro están unidos por uniones estrechas: no hay poros (espacios entre las células), por lo que el material no puede difundirse dentro y fuera de los capilares en el cerebro. Haga clic aquí para obtener detalles sobre BBB. (solo para tu información).

5. Cómo ingresa la glucosa a las células del cuerpo

una. La glucosa entra en las células por difusión facilitada = transporte mediado por un portador utilizando una proteína GLUT.

B. El portador está permanentemente en la membrana celular en muchos tipos de células (cerebro, hígado). Vea a continuación los transportadores GLUT.

C. El portador (GLUT 4) solo se "moviliza", es decir, se inserta en la membrana (por fusión de vesículas como se explicó anteriormente) en algunos tipos de células (tejido adiposo y músculo) en presencia de insulina.

6. Papel de la fosforilación de glucosa. La conversión de G & # 8594 G-6-fosfato atrapa G dentro de las células.

Para obtener ejemplos adicionales de los usos de los diversos tipos de procesos de transporte, consulte la fig. De Becker. 8-1 y amperio 8-2. Para ver imágenes de los pasos 1-3, consulte http://www.biology.arizona.edu/cell_bio/problem_sets/membranes/graphics/cotransport_sys.gif o

Tenga en cuenta que ambos provienen de clases con extensas notas en línea. El curso de bioquímica incluye varias animaciones de proteínas transportadoras.

B. Cómo llega la glucosa a las células del cuerpo - Otra mirada al folleto 6-A. Los pasos del proceso se describen arriba en el orden en que ocurren. A continuación se incluye un resumen que se centra en los distintos tipos de transporte implicados.

1. Papel del transporte activo rt - Necesario para llevar glucosa desde la luz hasta el interior de la célula epitelial.

una. Transporte activo primario - La bomba de Na + / K + mantiene bajo el [Na +] intracelular.

B. Transporte activo secundario - La glucosa entra en las células epiteliales por el cotransporte de Na + / glucosa

2. Papel del transporte pasivo & amp fosforilación (de glucosa)

una. Transporte pasivo - Se utiliza para mover la glucosa el resto del camino: fuera de las células epiteliales, dentro y fuera de los capilares y dentro de las células del cuerpo.

B. Fosforilación de glucosa - Se utiliza en las células del cuerpo para mantener bajo el nivel de glucosa libre al final de la carretera y garantizar que el gradiente de glucosa sea "cuesta abajo" desde las células epiteliales hasta los capilares y las células corporales.

3. Papel de la difusión: La glucosa y otras moléculas pequeñas (pero no las macromoléculas) se difunden dentro y fuera de los capilares a través de los espacios llenos de líquido entre las células. no difundiéndose a través de la membrana celular.

La mayoría de las proteínas son demasiado grandes para entrar o salir de los capilares por difusión. La mayoría de las proteínas entran y salen por transcitosis que se muestra en el folleto 6C y se explica a continuación.

4. Función de los canales: No se muestra ninguno en el folleto, pero la glucosa puede pasar de una célula epitelial a otra a través de uniones gap.

5 . Papel de los transportadores GLUT (otra familia de proteínas / genes)

una. Las proteínas GLUT son responsables de pasivo transporte de glucosa. Todos pasivo El transporte de glucosa a través de las membranas (que está mediado por un portador) depende de una familia de proteínas llamadas GLUT 1, GLUT 2, etc. (GLUT = GRAMOlucosa ttransportistas)

B. Los diferentes miembros de la familia (genes y proteínas) se expresan en diferentes tipos de células. La proteína GLUT 1 se encuentra en la membrana plasmática de los glóbulos rojos y la mayoría de las otras células, la proteína GLUT 2 en la superficie BL de las células epiteliales intestinales, la proteína GLUT 4 en el tejido muscular y adiposo, etc. tipos - ¡el ADN es el mismo!)

C. Todos los genes y las proteínas correspondientes son similares, pero tienen diferencias estructurales y funcionales significativas. Este es otro ejemplo de una familia de genes / proteínas. Todas las proteínas tienen una estructura general similar: 12 segmentos transmembrana, extremos COOH y amino en el lado intracelular de la membrana, etc. Para ver una imagen, haga clic aquí. Para ver un diagrama y una tabla, visite http://www.ncbi.nlm.nih.gov/books/NBK30/box/A54/

D. La posición y la acción de GLUT 4 dependen de la insulina. GLUT 4 es el único miembro insulinodependiente de la familia. La insulina desencadena la inserción de la proteína GLUT 4 en la membrana plasmática, al desencadenar la fusión de vesículas, como se explicó anteriormente. Todas las demás proteínas están ubicadas constitutivamente en sus respectivas membranas.

mi. Dirección de transporte. Tenga en cuenta que un miembro de esta familia (GLUT 2) es responsable de transportar la glucosa FUERA de las células epiteliales; diferentes miembros son responsables de ayudar a que la glucosa ENTRE a la mayoría de las otras células. Todos los miembros de la familia se unen a la glucosa en un lado de la membrana, cambian de conformación y liberan glucosa en el otro lado de la membrana. La dirección en la que entra o sale la glucosa depende de las concentraciones relativas de glucosa en los dos lados de la membrana respectiva, no de la proteína GLUT que se utilice. (Vea el problema 2-12 C.)

F. Las proteínas SGLT son responsables de active transporte de glucosa. (SGLT = Sodio -glucosa ttransportistas). Las proteínas SGLT forman una familia de proteínas diferente. Los miembros de esta familia son responsables de activo transporte de glucosa a través de membranas. (Consulte el problema 2R-2).

gramo. Todo transporte de glucosa dentro y fuera de las células requiere una proteína de transporte. La proteína puede ser un portador, una bomba o un canal. El transporte a los capilares por difusión entre las células no no requieren un transportador de proteínas.

Pruebe los problemas 2-9 y 2-12.

II. Formas en que las moléculas grandes entran en las células: tipos de endocitosis. En todos los casos, el efecto neto es que la membrana celular se pliega y se desprende, formando una vesícula en el citoplasma que contiene material del exterior.

A. pinocitosis = endocitosis en fase masiva sin receptor. Las células absorben aleatorio muestras de líquido circundante que contienen una selección aleatoria de sustancias extracelulares.

B. Fagocitosis - sólo en células especializadas - extensiones de células (pseudópodos) se extienden y engullen sólidos. Véase la fig. De Becker. 12-14. La vesícula que se forma se llama vesícula fagocítica (o vacuola) o fagosoma. Requiere MF.

C. RME = endocitosis mediada por receptor. Las células absorben específico sustancias del líquido circundante mediante un receptor. Véase la fig. De Becker. 12-15 (diagrama) y amp 12-16 (micrografía). Los diferentes tipos de células tienen diferentes combinaciones de receptores.


III. RME: endocitosis mediada por receptores

A. Características generales y / o importantes.

1. Receptores - Necesita un receptor específico para cada sustancia (o clase de sustancias estrechamente relacionadas) para ser transportada. D.

2. Concentrados sustancias transportadas - generalmente las mueve hasta su gradiente.

3. Requiere energía - múltiples etapas en el proceso utilizan ATP o GTP. Debe requerirse energía porque las sustancias se mueven en contra de sus gradientes. Se requiere energía para formar las vesículas y procesar y / o transportar las vesículas dentro de la célula.

4. Papel de la clatrina - Se necesita una proteína de membrana periférica para deformar la membrana y permitir que se formen vesículas - proporciona una capa. (Véanse las figs. 12-15 a 2-18 de Becker y / o la fig. 6.19 (5.17) de Sadava. También se requieren otras proteínas, pero no se discutirán.

una. La clatrina es la proteína de la capa para vesículas que se forman a partir de la membrana plasmática y trans-Golgi *.

B. La gemación de otras membranas implica diferentes proteínas de capa. Los más conocidos son COPI y amp COPII que participan en el transporte ER-Golgi. (Consulte Becker para obtener detalles si está interesado. Los tipos de abrigos se resumen en la tabla 12-2).

* Nota sobre la terminología: lado trans del Golgi = "extremo lejano" = lado alejado del núcleo y ER = última parte por la que viajan las proteínas a medida que se procesan en Golgi. También llamado & quotTGN & quot para & quot; red de Golgi trans. & Quot; Ver Sadava fig. 5.11 (4.11) o Becker fig. 12-8 para imágenes etiquetadas. Más detalles sobre la estructura y función de Golgi más adelante.

5. Es un ciclo - La exocitosis equilibra la endocitosis para que el área de superficie celular se mantenga igual. Ver Sadava fig. 6.18 (5.16) o Becker fig. 12-15. Para el receptor de LDL, se necesitan entre 10 y 20 minutos para un "viaje de ida y vuelta".

6. Topología - el material puede entrar y / o salir de la celda sin estar en contacto con el citoplasma. El material puede permanecer dentro de una vesícula o fuera de la célula en todo momento. (Ver Transcitosis).

7. Posibles destinos del material endocitado - ¿A dónde va la vesícula? ¿Dónde terminan el receptor y el ligando?

una. Degradación - la vesícula se fusiona con los lisosomas y su contenido se degrada.

B. Regresar a la superficie - material reciclado - vesícula se fusiona con membrana plasmática.

C. Clasificación - No todo en la vesícula puede ir al mismo lugar. La vesícula puede fusionarse con el endosoma (vesícula de clasificación) y diferentes partes del material endocitosado pueden dirigirse a diferentes destinos. (Más detalles sobre a-c a continuación).

D . Transcitosis - la vesícula cruza la célula y se fusiona con la superficie celular opuesta. Para obtener ejemplos, consulte el folleto 6C o diagrama de transcitosis (muestra cómo los anticuerpos entran en el lumen)

(1). Requiere receptor: la transcitosis requiere un receptor para cada sustancia transportada. El receptor no se muestra en 6C pero se muestra claramente en el diagrama de transcitosis

(2). Transcitosis = finalizar la ocitosis + exocitosis = 2 pasos

(a). El material se une al receptor y se endocitosa en una superficie de la célula.

(B). La vesícula se mueve a través de la célula y el material se exocita en una superficie diferente.

(3). Función. Puede usarse para mover proteínas, a través de una célula, en cualquier dirección. Consulte los ejemplos anteriores o RP3.

B. Etapas del ciclo (los números coinciden con los pasos del folleto 6B). Haga clic aquí para ver la animación.

  • Un solo endosoma puede contener muchos receptores y ligandos diferentes, y los diferentes se clasifican de manera diferente. (Algunos ejemplos se dan en detalle a continuación).
  • La vesícula acidificada sin recubrimiento puede denominarse endosoma, endosoma temprano o vesícula clasificadora.
  • La acidificación requiere energía para hacer funcionar la bomba de protones, para mover el H + al interior de la vesícula a expensas del ATP. La bomba está en la membrana de la vesícula.

Nota: Los detalles de la clasificación y el reciclaje (los pasos restantes) varían según el material endocitado. Más detalles a continuación para casos individuales.

(7). El endosoma se divide. La sustancia que estamos siguiendo, y / o su receptor, puede terminar en cualquiera de las dos mitades.

En el ejemplo que se muestra en el folleto, la mitad obtiene el receptor y la mitad obtiene el ligando, como es el caso de LDL. Otros ejemplos se discutirán en clase y se describen en detalle a continuación.

Nota: el endosoma no puede simplemente dividirse en un solo paso, el proceso de clasificación puede ser gradual. Los trozos de diferente composición pueden brotar gradualmente a medida que cambia la composición interna del resto.

(8). ¿Qué sucede con las diferentes partes del endosoma?

8A. Destino de la vesícula con materiales a reciclar (receptores y / o portadores): esta vesícula se fusiona con la membrana plasmática en el paso 9. (En el caso de LDL, esta vesícula contendría el receptor de LDL).

8B. Destino de la vesícula con material que permanece dentro de la célula: la vesícula entrega el contenido al compartimento apropiado de la célula. (Para LDL, la vesícula entrega LDL a los lisosomas, por lo que el material se degrada).

(9). Se produce exocitosis: devuelve los receptores y / u otros componentes a la membrana plasmática o al exterior de la célula.

Pruebe el problema 2-6.

C. Algunos ejemplos específicos

1. LDL (lipoproteínas de baja densidad ) - receptor reciclado, pero el ligando (incluida la parte de proteína) degradado. Ver Becker, Recuadro 12B o texto de Sadava Ch. 51,4 (50,4). Es posible que muchos de los detalles de LDL se hayan incluido en el caso general, pero se resumen a continuación. Haga clic aquí para ver una imagen de LDL.

una. ¿Qué es LDL? Partícula de lipoproteína que contiene ésteres de colesterol + algunos otros lípidos + una proteína. La partícula contiene colesterol esterificado cubierto por una monocapa de lípido anfipático (fosfolípido más algo de colesterol no esterificado) + una molécula de proteína (apoproteína B o apoB).

B. ¿Por qué LDL?

(1) ¿Por qué una monocapa en el exterior? Solubilidad. El colesterol es insoluble en sangre. (Demasiado hidrófobo.) Se necesita una forma de transportar el colesterol a través de la sangre y al interior de las células: el transporte de colesterol requiere la formación de partículas con superficie hidrófila

(2) ¿Por qué una proteína (apoB)? Para unirse al receptor de la superficie celular (receptor de LDL). Se necesita una proteína como ligando para unirse al receptor.

(3) Resumen de las funciones de las partes de LDL:

(1). Proteína (apoB) = ligando = lo que realmente se une al receptor de LDL = parte de la proteína de LDL

(2). Colesterol: lo que la célula realmente necesita es la parte del colesterol (para construir sus membranas y / o la síntesis de hormonas).

C. El receptor, pero no la proteína que forma parte de LDL, se recicla. Nota: aquí hay 2 proteínas separadas que se confunden fácilmente

(1) Proteína receptora en la superficie celular = receptor de LDL = se une a LDL y permite la absorción de colesterol

(2) Proteína en LDL (apoB) = ligando para el receptor de LDL = parte de LDL y ayuda a transportar el colesterol a través de la sangre.

D. El receptor y la apoB se separan dentro de vesículas / endosomas de clasificación. Todo el LDL (incluidas las proteínas) permanece unido y se separa del receptor.

mi. Necesita lisosomas para degradar la proteína LDL y liberar colesterol (los ésteres de colesterol en LDL deben dividirse para que se use el colesterol). ¿Cómo llega el LDL a los lisosomas? Mediante fusión de vesículas. Cualquiera:

(1). Las vesículas / endosomas que contienen sustrato se fusionan con lisosomas preexistentes, o

(2). Las vesículas con sustrato se fusionan con vesículas de Golgi que transportan hidrolasas recién creadas para formar nuevos lisosomas. (Más detalles sobre cómo las hidrolasas atraviesan el Golgi y se dirigen a los lisosomas se discutirán más adelante).

F. Función de la captación de LDL - aportar un nutriente (colesterol).

g. Terminología actual: relación de endosomas tempranos, endosomas tardíos y lisosomas amp. Nota: La mayor parte de esto es para su información. En este curso, el término & quotendosomes & quot se utilizará para endosomas tempranos y tardíos.

(1). Endosoma temprano = vesícula clasificadora. El término se usa de manera diferente por diferentes autores. Puede estar & quot; citar temprano & quot en la vía hacia la célula (por endocitosis) y / o & quot; cotizar & quot; en la vía de Golgi a los lisosomas. Por lo tanto, los endosomas tempranos pueden significar:

(a) Vesículas no recubiertas y acidificadas por invaginación de la membrana plasmática que transporta material recién endocitosado,

(B). Vesículas provenientes de Golgi que transportan proteínas recién creadas (más sobre esto más adelante).

(2). Endosoma tardío = vesícula que contiene enzimas hidrolíticas destinadas a lisosomas (pero aún no activadas) más sustrato potencial. Más ácido que el endosoma temprano. El material no destinado a los lisosomas se ha descartado. Formado por la maduración del endosoma temprano.

(3). Lisosomas = vesícula que contiene enzimas hidrolíticas activas y sustrato. Más ácido que el endosoma tardío. Formado por maduración del endosoma tardío y / o fusión con lisosoma preexistente.

(4). Terminología antiguaque se encuentran en algunos textos (solo para su información):

(a). Lisosoma primario = vesícula con enzimas hidrolíticas solamente.

(B). Lisosoma secundario = enzimas + sustrato = resultado de la fusión del liso primario. + otra vesícula que contiene sustrato.

2. EGF (factor de crecimiento epidérmico) - toda la proteína involucrada (ligando + receptor) se degrada

una. No se requiere ligando de proteína separado El EGF es una proteína, a diferencia del colesterol o Fe (ver el caso a continuación). El propio EGF se une al receptor = ligando para el receptor de la superficie celular y la sustancia que será transportada al interior de la célula.

B. Función de captación - regular la señalización. EGF es una molécula de señalización. La captación apaga la señal y regula a la baja los receptores (reduce el número de receptores de la superficie celular).

C. Receptor no reciclado - Ligando (molécula señal) y receptor degradados juntos.

D. Necesita lisosomas (para degradar tanto el receptor como el ligando).

3. Fe / Transferrina - ninguna de las proteínas involucradas se degrada - todas recicladas

una. ¿Qué es la transferrina? El Fe necesita una proteína (como el colesterol necesita apoB) para el transporte y la unión a la proteína receptora (= ligando para el receptor celular) se llama transferrina.

B. Tanto la apotransferrina como el receptor amp se reciclan .

C. No se necesitan lisosomas - el hierro se transporta fuera del endosoma (utilizando una proteína transportadora o un canal en la membrana) ninguna proteína se degrada.

D. Transferrina y receptor separados fuera de celda después de reciclado

(1). Fe / transferrina se une al receptor a pH neutro y entra en la célula por RME.

(2). Dentro de la célula, el Fe se transporta fuera de la vesícula al citoplasma, dejando la apo-transferrina pegada al receptor (& quotapo "significa sin ligando, cofactor, etc.).

(3). La apo-transferrina (= transferrina sin Fe) se adhiere al receptor a pH bajo (en el endosoma) pero se separa a pH neutro (fuera de la célula). Esto es contrario al comportamiento habitual: la mayoría de los ligandos se adhieren a los receptores a un pH neutro, pero se separan a un pH bajo que se encuentra en el endosoma. (El pH bajo rompe muchos enlaces débiles).

(4). Tenga en cuenta que la apo-transferrina y el Fe / transferrina tienen diferentes afinidades por el receptor a pH neutro. En estas condiciones (pH neutro), el Fe / transferrina se une al receptor y la apo-transferrina se separa del receptor.

mi. Función de captación - aportar un nutriente (Fe).

D. Para referencia: Compare y amplifique el contraste de los ejemplos descritos anteriormente para el transporte de X

Transferrina LDL EGF
¿Qué se lleva adentro (qué es X)? Fe Colesterol Factor de crecimiento
Función de X Metabolismo (el Fe es cofactor de muchas proteínas) Metabolismo (el colesterol es un componente de las membranas celulares que se utiliza para la síntesis de hormonas) Señal
Ligando (¿Qué se une al receptor?) Transferrina = apotranferrina + Fe LDL EGF
¿El ligando incluye proteína además de X? Sí (apotransferrina) Sí (ApoB) No
Destino del ligando (parte proteica) Reciclado Digesto Digesto
Destino del receptor Reciclado Reciclado Digesto
¿La proteína parte del ligando y el receptor amp se separan dentro de la célula? No No
¿Lisosomas involucrados? No
¿Dónde se separan el ligando y el receptor amperio? Fuera de la celda En endosomas No separados, ambos degradados


IV . Etiquetado: ¿cómo sigue el material que ingresa a la celda? Vea el folleto 6C, arriba.

A. Tipos de etiquetado (utilizando marcadores adicionales)

1. Etiquetado continuo - cambiar de material ordinario y ordinario a material etiquetado (material que contiene radiactividad, fluorescencia, etc.) y seguir lo que se etiqueta primero (con radiactividad, fluorescencia, etc.), lo que se etiqueta a continuación, y así sucesivamente. Discutiremos el marcaje radiactivo, pero el principio es el mismo si el marcador es radiactividad, fluorescencia, etc.

2. Experimentos Pulse-Chase - suministrar material radiactivo durante un breve período de tiempo (pulso) y luego volver al material ordinario no radiactivo (persecución). Siga por donde va la radiactividad. El pulso atraviesa la celda como un ratón a través de una boa constrictor. Así como diferentes partes de la boa constrictor sobresalen temporalmente cuando el ratón pasa por la serpiente, también diferentes partes de la célula se vuelven radiactivas temporalmente, una a la vez, a medida que pasa el material radiactivo. Luego, a medida que pasa el pulso o el ratón, cada parte volverá a su tamaño normal, no radiactivo o normal, dependiendo de si nos referimos a la célula oa la serpiente.

B. Detección: ¿Cómo encuentra dónde está la radiactividad (o cualquier marcador / etiqueta que haya utilizado)?

1. Autorradiografía - Cubra una capa de células marcadas con emulsión fotográfica y cuente los granos radiactivos sobre cada orgánulo o parte de la célula. Este método es similar a hacer en el lugar ensayos, en el sentido de que examina las células intactas para precisar la ubicación de lo que está buscando. Consulte Becker, Apéndice, A-17 (A-18) o Guía de microscopía.

Nota: El Apéndice de Becker (o la Guía de microscopía en la 5a ed.) Tiene mucha información de antecedentes útil sobre métodos microscópicos, incluida la inmunofluorescencia, la fractura por congelación, etc.

Para obtener una imagen de los resultados típicos, consulte la fig. 12-10 de Becker (7ª ed) o haga clic aquí. Estas imágenes se obtuvieron siguiendo el material recién hecho fuera de la celda, no siguiendo dentro. Sin embargo, el principio es el mismo: muestra la etiqueta en diferentes partes de la celda en diferentes momentos.

2. Fraccionado primero - Divida las muestras etiquetadas, fraccione en varios orgánulos y mida la radiactividad en cada fracción. Esto es similar al procedimiento & quot; triturar y encontrar & quot, en el que divide las células, las separa en sus partes y prueba una solución o suspensión de cada parte para lo que está buscando.

Para revisar el etiquetado y RME, intente los problemas 2-8 y amp 2-11 a estas alturas ya debería poder resolver todos los problemas del conjunto de problemas 2 y amp 2R.

La próxima vez: ¿Cómo se clasifican las proteínas en su lugar adecuado? ¿Cómo entran y salen las moléculas del núcleo?


Contenido

La palabra "emulsión" proviene del latín emulgere "ordeñar", de ex "fuera" + mulgere "ordeñar", ya que la leche es una emulsión de grasa y agua, junto con otros componentes, incluidas las micelas de caseína coloidal (un tipo de condensado biomolecular secretado). [2]

Nota 1: La definición se basa en la definición de la ref. [3]

Nota 2: Las gotas pueden ser amorfas, cristalinas líquidas o cualquier
mezcla de los mismos.

Nota 3: Los diámetros de las gotitas que constituyen el fase dispersa
generalmente oscilan entre aproximadamente 10 nm y 100 μm, es decir, las gotas
puede exceder los límites de tamaño habituales para las partículas coloidales.

Nota 4: Una emulsión se denomina emulsión de aceite / agua (o / w) si el
La fase dispersa es un material orgánico y la fase continua es
agua o una solución acuosa y se denomina agua / aceite (w / o) si la dispersión
La fase es agua o una solución acuosa y la fase continua es una
líquido orgánico (un "aceite").

Nota 5: Una emulsión w / o a veces se denomina emulsión inversa.
El término "emulsión inversa" es engañoso, sugiriendo incorrectamente que
la emulsión tiene propiedades opuestas a las de una emulsión.
Por tanto, no se recomienda su uso. [4]

Las emulsiones contienen tanto una fase dispersa como una continua, y el límite entre las fases se denomina "interfaz". [5] Las emulsiones tienden a tener una apariencia turbia porque las interfaces de muchas fases dispersan la luz a medida que pasa a través de la emulsión. Las emulsiones aparecen blancas cuando toda la luz se dispersa por igual. Si la emulsión está lo suficientemente diluida, la luz de alta frecuencia (longitud de onda baja) se dispersará más y la emulsión aparecerá más azul; esto se denomina "efecto Tyndall". [6] Si la emulsión está lo suficientemente concentrada, el color se distorsionará hacia longitudes de onda comparativamente más largas y aparecerá más amarillo. Este fenómeno es fácilmente observable cuando se compara la leche desnatada, que contiene poca grasa, con la nata, que contiene una concentración mucho mayor de grasa láctea. Un ejemplo sería una mezcla de agua y aceite. [ cita necesaria ]

Dos clases especiales de emulsiones, microemulsiones y nanoemulsiones, con tamaños de gota por debajo de 100 nm, aparecen translúcidas. [7] Esta propiedad se debe al hecho de que las ondas de luz son dispersadas por las gotas solo si su tamaño excede aproximadamente un cuarto de la longitud de onda de la luz incidente. Dado que el espectro visible de la luz está compuesto por longitudes de onda entre 390 y 750 nanómetros (nm), si el tamaño de las gotas en la emulsión está por debajo de aproximadamente 100 nm, la luz puede penetrar a través de la emulsión sin dispersarse. [8] Debido a su similitud en apariencia, las nanoemulsiones translúcidas y las microemulsiones se confunden con frecuencia. A diferencia de las nanoemulsiones translúcidas, que requieren un equipo especializado para su producción, las microemulsiones se forman espontáneamente "solubilizando" moléculas de aceite con una mezcla de tensioactivos, co-tensioactivos y codisolventes. [7] La ​​concentración de tensioactivo requerida en una microemulsión es, sin embargo, varias veces mayor que en una nanoemulsión translúcida, y excede significativamente la concentración de la fase dispersa. Debido a muchos efectos secundarios indeseables provocados por los tensioactivos, su presencia es desventajosa o prohibitiva en muchas aplicaciones. Además, la estabilidad de una microemulsión a menudo se ve fácilmente comprometida por la dilución, el calentamiento o el cambio de los niveles de pH. [ cita necesaria ]

Las emulsiones comunes son inherentemente inestables y, por lo tanto, no tienden a formarse espontáneamente. La entrada de energía, a través de agitación, agitación, homogeneización o exposición a ultrasonidos de potencia [9], es necesaria para formar una emulsión. Con el tiempo, las emulsiones tienden a volver al estado estable de las fases que componen la emulsión. Un ejemplo de esto se ve en la separación de los componentes de aceite y vinagre de la vinagreta, una emulsión inestable que se separará rápidamente a menos que se agite casi continuamente. Hay importantes excepciones a esta regla: las microemulsiones son termodinámicamente estables, mientras que las nanoemulsiones translúcidas son cinéticamente estables. [7]

El que una emulsión de aceite y agua se convierta en una emulsión de "agua en aceite" o en una emulsión de "aceite en agua" depende de la fracción de volumen de ambas fases y del tipo de emulsionante (tensioactivo) (ver Emulsionante, abajo) presente. [ cita necesaria ]

Inestabilidad Editar

La estabilidad de la emulsión se refiere a la capacidad de una emulsión para resistir cambios en sus propiedades a lo largo del tiempo. [10] [11] Hay cuatro tipos de inestabilidad en las emulsiones: floculación, formación de crema / sedimentación, coalescencia y maduración de Ostwald. La floculación se produce cuando existe una fuerza de atracción entre las gotitas, por lo que forman flóculos, como racimos de uvas. Este proceso puede ser deseable, si se controla en su extensión, para ajustar las propiedades físicas de las emulsiones, como su comportamiento de flujo. [12] La coalescencia ocurre cuando las gotas chocan entre sí y se combinan para formar una gota más grande, por lo que el tamaño promedio de la gota aumenta con el tiempo. Las emulsiones también pueden sufrir una formación de crema, donde las gotas suben a la parte superior de la emulsión bajo la influencia de la flotabilidad o bajo la influencia de la fuerza centrípeta inducida cuando se usa una centrífuga. [10] La formación de crema es un fenómeno común en las bebidas lácteas y no lácteas (es decir, leche, leche de café, leche de almendras, leche de soja) y generalmente no cambia el tamaño de las gotas. [13] La sedimentación es el fenómeno opuesto a la formación de crema y normalmente se observa en las emulsiones de agua en aceite. [5] La sedimentación ocurre cuando la fase dispersa es más densa que la fase continua y las fuerzas gravitacionales empujan los glóbulos más densos hacia el fondo de la emulsión. Similar al batido, la sedimentación sigue la ley de Stoke.

Un "agente tensioactivo" (o "tensioactivo") apropiado puede aumentar la estabilidad cinética de una emulsión de modo que el tamaño de las gotas no cambie significativamente con el tiempo. La estabilidad de una emulsión, como una suspensión, se puede estudiar en términos de potencial zeta, que indica la repulsión entre gotitas o partículas. Si el tamaño y la dispersión de las gotas no cambia con el tiempo, se dice que es estable. [14] Por ejemplo, las emulsiones de aceite en agua que contienen mono y diglicéridos y proteína de la leche como tensioactivo mostraron un tamaño de gota de aceite estable durante 28 días de almacenamiento a 25 ° C. [13]

Supervisión de la estabilidad física Editar

La estabilidad de las emulsiones se puede caracterizar utilizando técnicas tales como dispersión de luz, medición de reflectancia de haz enfocado, centrifugación y reología. Cada método tiene ventajas y desventajas. [15]

Acelerar los métodos para la predicción de la vida útil Editar

El proceso cinético de desestabilización puede ser bastante largo, hasta varios meses o incluso años para algunos productos. [16] A menudo, el formulador debe acelerar este proceso para probar los productos en un tiempo razonable durante el diseño del producto. Los métodos térmicos son los más utilizados: consisten en aumentar la temperatura de la emulsión para acelerar la desestabilización (si están por debajo de las temperaturas críticas para la inversión de fase o la degradación química). [17] La ​​temperatura afecta no solo a la viscosidad sino también a la tensión interfacial en el caso de los tensioactivos no iónicos o, en un ámbito más amplio, a las interacciones entre las gotitas dentro del sistema. El almacenamiento de una emulsión a altas temperaturas permite la simulación de condiciones realistas para un producto (por ejemplo, un tubo de emulsión de protector solar en un automóvil en el calor del verano), pero también acelera los procesos de desestabilización hasta 200 veces. [ cita necesaria ]

También se pueden utilizar métodos mecánicos de aceleración, que incluyen vibración, centrifugación y agitación. [ cita necesaria ]

Estos métodos son casi siempre empíricos, sin una base científica sólida. [ cita necesaria ]

Un emulsifier (also known as an "emulgent") is a substance that stabilizes an emulsion by increasing its kinetic stability. Emulsifiers are part of a broader group of compounds known as surfactants, or "surface active agents". [18] Surfactants (emulsifiers) are compounds that are typically amphiphilic, meaning they have a polar or hydrophilic (i.e. water-soluble) part and a non-polar (i.e. hydrophobic or lipophilic) part. Because of this, emulsifiers tend to have more or less solubility either in water or in oil. [ cita necesaria ] Emulsifiers that are more soluble in water (and conversely, less soluble in oil) will generally form oil-in-water emulsions, while emulsifiers that are more soluble in oil will form water-in-oil emulsions. [19]

Examples of food emulsifiers are:

    – in which the main emulsifying and thickening agent is lecithin. De hecho, lecithos is the Greek word for egg yolk. [20] – where a variety of chemicals in the mucilage surrounding the seed hull act as emulsifiers is another emulsifier and thickener – uses particles under certain circumstances – not directly an emulsifier, [21] but modifies behavior of other molecules, e.g. casein – a common emulsifier found in many food products (coffee creamers, ice-creams, spreads, breads, cakes) (diacetyl tartaric acid esters of mono- and diglycerides) – an emulsifier used primarily in baking
  • Simple cellulose – a particulate emulsifier derived from plant material using only water – those with both hydrophilic and hydrophobic regions, e.g. sodium caseinate, as in meltable cheese product

Detergents are another class of surfactant, and will interact physically with both oil and water, thus stabilizing the interface between the oil and water droplets in suspension. This principle is exploited in soap, to remove grease for the purpose of cleaning. Many different emulsifiers are used in pharmacy to prepare emulsions such as creams and lotions. Common examples include emulsifying wax, polysorbate 20, and ceteareth 20. [22]

Sometimes the inner phase itself can act as an emulsifier, and the result is a nanoemulsion, where the inner state disperses into "nano-size" droplets within the outer phase. A well-known example of this phenomenon, the "ouzo effect", happens when water is poured into a strong alcoholic anise-based beverage, such as ouzo, pastis, absinthe, arak, or raki. The anisolic compounds, which are soluble in ethanol, then form nano-size droplets and emulsify within the water. The resulting color of the drink is opaque and milky white.

A number of different chemical and physical processes and mechanisms can be involved in the process of emulsification: [5]

  • Surface tension theory – according to this theory, emulsification takes place by reduction of interfacial tension between two phases
  • Repulsion theory – the emulsifying agent creates a film over one phase that forms globules, which repel each other. This repulsive force causes them to remain suspended in the dispersion medium
  • Viscosity modification – emulgents like acacia and tragacanth, which are hydrocolloids, as well as PEG (or polyethylene glycol), glycerine, and other polymers like CMC (carboxymethyl cellulose), all increase the viscosity of the medium, which helps create and maintain the suspension of globules of dispersed phase

In food Edit

Oil-in-water emulsions are common in food products:

  • Crema (foam) in espresso – coffee oil in water (brewed coffee), unstable colloid and Hollandaise sauces – these are oil-in-water emulsions stabilized with egg yolk lecithin, or with other types of food additives, such as sodium stearoyl lactylate – an emulsion of milk fat in water, with milk proteins as the emulsifier – an emulsion of vegetable oil in vinegar, if this is prepared using only oil and vinegar (i.e., without an emulsifier), an unstable emulsion results

Water-in-oil emulsions are less common in food, but still exist:

Other foods can be turned into products similar to emulsions, for example meat emulsion is a suspension of meat in liquid that is similar to true emulsions.

Health care Edit

In pharmaceutics, hairstyling, personal hygiene, and cosmetics, emulsions are frequently used. These are usually oil and water emulsions but dispersed, and which is continuous depends in many cases on the pharmaceutical formulation. These emulsions may be called creams, ointments, liniments (balms), pastes, films, or liquids, depending mostly on their oil-to-water ratios, other additives, and their intended route of administration. [23] [24] The first 5 are topical dosage forms, and may be used on the surface of the skin, transdermally, ophthalmically, rectally, or vaginally. A highly liquid emulsion may also be used orally, or may be injected in some cases. [23]

Microemulsions are used to deliver vaccines and kill microbes. [25] Typical emulsions used in these techniques are nanoemulsions of soybean oil, with particles that are 400–600 nm in diameter. [26] The process is not chemical, as with other types of antimicrobial treatments, but mechanical. The smaller the droplet the greater the surface tension and thus the greater the force required to merge with other lipids. The oil is emulsified with detergents using a high-shear mixer to stabilize the emulsion so, when they encounter the lipids in the cell membrane or envelope of bacteria or viruses, they force the lipids to merge with themselves. On a mass scale, in effect this disintegrates the membrane and kills the pathogen. The soybean oil emulsion does not harm normal human cells, or the cells of most other higher organisms, with the exceptions of sperm cells and blood cells, which are vulnerable to nanoemulsions due to the peculiarities of their membrane structures. For this reason, these nanoemulsions are not currently used intravenously (IV). The most effective application of this type of nanoemulsion is for the disinfection of surfaces. Some types of nanoemulsions have been shown to effectively destroy HIV-1 and tuberculosis pathogens on non-porous surfaces.

In firefighting Edit

Emulsifying agents are effective at extinguishing fires on small, thin-layer spills of flammable liquids (class B fires). Such agents encapsulate the fuel in a fuel-water emulsion, thereby trapping the flammable vapors in the water phase. This emulsion is achieved by applying an aqueous surfactant solution to the fuel through a high-pressure nozzle. Emulsifiers are not effective at extinguishing large fires involving bulk/deep liquid fuels, because the amount of emulsifier agent needed for extinguishment is a function of the volume of the fuel, whereas other agents such as aqueous film-forming foam need cover only the surface of the fuel to achieve vapor mitigation. [27]

Chemical synthesis Edit

Emulsions are used to manufacture polymer dispersions – polymer production in an emulsion 'phase' has a number of process advantages, including prevention of coagulation of product. Products produced by such polymerisations may be used as the emulsions – products including primary components for glues and paints. Synthetic latexes (rubbers) are also produced by this process.


Resultados y discusión

Model of mechanosensing artificial cell

In biological systems, selectively permeable membrane is composed of a thin single bilayer of lipid molecules with a thickness of

5 nm. Membrane proteins such as transporters and ion channels are important in controlling transport of chemicals and ions across the membrane. Mechanosensitive channels that are responsive to membrane tension are found from bacteria (e.g. MscL) to mammalian cells (e.g. Piezo 1) 35,36 . Reconstituting mechanosensitive channel activity as a path towards constructing mechanosensitive artificial cell is a challenging, yet promising approach. As an alternative model to lipid bilayer vesicles, double emulsion droplets can be used to prototype artificial cells (Fig. 1a). As water and oil are immiscible with each other, the middle oil phase separates the inner and outer aqueous phases to form double emulsion. The thickness of the oil dictates the transport of hydrophobic solutes via diffusion 37 or by reverse micelles in the presence of osmotic mismatch 38 . To prototype mechanosensing artificial cells, we investigated the possibility of using compression and aspiration to alter oil thickness in double emulsion as a mechanism to mechanically activate artificial cells (Fig. 1b).

Prototyping mechanosensing artificial cells.

(a) Lipid bilayer partitions the internal environment of a cell where ions do not cross. Double emulsion can serve as a model of an artificial cell where the oil middle phase can vary in thickness and acts as a semipermeable barrier for ions to pass through. (B) A microfluidic device can be utilized to compress or aspirate on double emulsions as a way to alter oil thickness and mechanically activate artificial cells.

Microfluidic device overview and design

To demonstrate the construction of mechanosensing artificial cells, a microfluidic device is designed to trap double emulsions into trapping chambers, and to apply compression and aspiration to the double emulsions in a parallel manner. The device, made out of polydimethylsiloxane (PDMS), has two layers, the flow layer and the control layer (Fig. 2a–d). The flow layer (blue) has a similar design as our previously reported microfluidic pipette array (μFPA) device 34 where fluid and double emulsions flow from one inlet through the microfluidic channel to one outlet. The microfluidic channel first splits into two channels, each containing 7 trapping chambers. Each trapping chamber is connected to the opposing end of the main microfluidic channel through a small microchannel, akin to a micropipette that can perform aspiration. The flow layer is designed such that the flow resistance of the small microchannel is 20 times larger than that of the main microfluidic channel. Thus, flow is directed primarily through the main microfluidic channel and not through the trapping chambers. A thin PDMS membrane separates the microfluidic channel and the control layers (pink and orange) that serve two different functions and are independently controlled (Fig. 2b). To direct flow to the trapping chambers, a pneumatically controlled valve set located above the microfluidic channel blocks the flow in the main microfluidic channel when the valve set (Control valve set 1, pink) is actuated. A second control valve set (Control valve set 2, orange) directly above the trapping chambers exerts compression to trapped double emulsion when the valve set is actuated. Since the two control valve sets can be independently controlled, trapping is decoupled from compression.

Overview and design of the microfluidic device.

(a) The design of the microfluidic device is shown. The device has two PDMS layers that consist of a deformable microfluidic channel and two independent control valve sets. (B) Close-up view of the control valve sets from the dotted box in (a). Control valve set 1 facilitates the trapping of droplets inside the trapping chambers and Control valve set 2 provides in-plane compression of the trapped droplets. (C) Top view (right) and side view (left) of a trapping chamber. The microfluidic channel is beneath the control layer and is separated by a thin, deformable PDMS membrane. The pipette structure adjacent to the trapping chamber is located at the bottom of the microfluidic channel. (D) A picture of the actual device connected with micro-tubings: blue and red color dyes label the microfluidic channel and control valve sets respectively, scale bar = 3 mm.

Membrane deflection and compression by pneumatic control

One of the features that the microfluidic device has is to compress trapped double emulsions in the trapping chambers. Control valve set 2 features rectangular patterns above each trapping chamber. When Control valve set 2 is pressurized, the PDMS membrane above the trapping chambers deflects and compresses the double emulsions trapped in the trapping chambers. The rectangular patterns of Control valve set 2 needs to be aligned with the trapping chambers of the microfluidic channel (Fig. 3a) such that deflection of the PDMS membrane is directly over the trapping chambers. Without actuation, the membrane remains flat. When air pressure in Control valve set 2 increases and is higher than the liquid pressure in the microfluidic channel, the PDMS membrane deflects towards the flow channel (Fig. 3b). The deflection of the membrane is dependent on the material property of the PDMS membrane, the thickness of the membrane and the applied pressure in Control valve set 2. To fabricate PDMS membrane with a higher elasticity for better deflection compared to PDMS with 10:1 (base:curing agent) mixing ratio 39 , we chose a higher mixing ratio of 20:1 to make the PDMS membrane. By varying the PDMS spin-coating speed on the flow layer silicon mold (1000–1600 rpm), we can generate PDMS membrane with thicknesses ranging from 20 μm to 44 μm. To examine the deflections of membrane with different thicknesses as a function of different applied pressures, we labeled the microfluidic channel volume with rhodamine succinimidyl dye since we cannot directly label the PDMS membrane. When Control valve set 2 is pressurized, the membrane deflects and displaces the fluid in the microfluidic channel so that we can indirectly visualize membrane deflection. The reconstructed 3D and side view images of the compressed trapping chambers showed the increase in membrane deflection with increasing applied pressure (Fig. 2c). Importantly, the PDMS membrane contacts the bottom of the flow channel at 30, 25 and 20 psi for devices with PDMS spin-coating speeds of 1000, 1200 and 1600 rpm respectively. By quantifying the deflection of the membrane, we found that the deflection percentage is linear with the applied pressure for a given PDMS membrane thickness (Fig. 2d). When the PDMS membrane thickness is reduced by increasing spin-coating speed, we found a larger deflection at the same applied pressure. Both of these results agree with a mechanical intuition of plate deflection.

Deflection characterization of PDMS membrane by pressurizing control layer 2.

(a) Top view: Control valve set 2 is aligned with the trapping chambers in microfluidic channel. (B) Side view: Air pressure in Control valve set 2 is regulated by a pressure regulator. At zero pressure, the membrane between Control valve set 2 and microfluidic channel is flat. When Control valve set 2 is pressurized, the membrane deflects. (C) Images from confocal microscopy of fluorescent dye perfused in the microfluidic channel. Z-stack images were reconstructed in ImageJ to generate 3D and side view images. The deflections of PDMS membrane with different spin-coating speed under different applied pressure are shown, scale bar = 50 μm. (D) The percent deflection of the PDMS membrane as a function of different PDMS spin-coating speed and applied pressure (n = 4). The PDMS membrane thickness t (mean ± SEM) was measured for each spin-coating speed.

To identify the ideal spinning speed and membrane thickness for the microfluidic device, we considered two criteria, which were the strength of PDMS bonding and the strength of the membrane from rupturing. Although the PDMS substrates were oxygen-plasma treated before being bonded together, a high enough air pressure could break the PDMS bonding, leading to a blockage of the microfluidic channel. Therefore, a thinner membrane was preferable under this consideration because thinner PDMS membrane completely blocked the microfluidic channel at a lower applied pressure. However, when the PDMS membrane was too thin, the device fabrication process became more challenging due to bonding issues. Based on these considerations, we fabricated and worked with microfluidic devices with a 1200 rpm PDMS spinning speed on the flow layer silicon mold, from which the membrane deflects and completely blocks the flow channel at 25 psi.

Trapping of double emulsions

Double emulsions were trapped inside the microfluidic device for the application of mechanical forces. Double emulsions with a diameter between 40 μm and 90 μm were first generated in a glass capillary microfluidic device (Fig. S1) and then reinjected into the microfluidic device at 10x dilution. To trap double emulsions in the trapping chambers, Control valve set 1 was then pressurized at 10–15 psi to block the main microfluidic channel, which increased the flow resistance in the main microfluidic channel. As a result, the flow resistance ratio between the microchannels and the main microfluidic channel will reduce and more fluid streamlines will go through the microchannels. This greatly increases the trapping efficiency of the double emulsions and we typically find all 14 trapping chambers filled up within a minute. A double emulsion will be trapped if the radius of the double emulsion is smaller than the instantaneous critical stream width, which is dictated by the flow resistance ratio between the micropipette and main microfluidic channel 40 . Therefore, a double emulsion with larger diameter is usually more difficult to trap however, with actuation of Control valve set 1, the microfluidic device successfully trapped double emulsions of 46, 68 and 90 μm in diameter, as shown in Fig. 4a.

Trapping and compression of double emulsions inside trapping chambers.

(a) Double emulsions of different sizes were trapped in the trapping chambers, scale bar = 50 μm. (B) Double emulsions trapped inside trapping chambers were deformed at different applied air pressures on Control valve set 2. The double emulsion droplets were squashed upon compression and returned back to spherical shape after compression. (C) The changes in average in-plane thickness of the middle oil phase as a function of applied pressure for two different sized droplets (n = 3, mean ± SEM). Average in-plane thickness is calculated by averaging the largest thickness and the smallest thickness of the double emulsion. (D) The average in-plane thickness of the middle oil phase for two different sized droplets before and after compression (n = 3, mean ± SEM).

Reversible compression of double emulsions

After demonstrating the successful trapping of double emulsions, we next evaluated the effect of compression on double emulsions. Control valve set 2 was designed to compress double emulsions inside the trapping chambers. Due to the fluid properties of the inner aqueous and middle oil phases, double emulsions deform easily when they experience different external flow fields 41,42 . But when the external load is removed, double emulsions return to their original spherical shapes due to interfacial tension. When we increased the applied pressure in Control valve set 2 and compressed the trapped double emulsions, the middle oil phase in-plane thickness increased. Double emulsions of 50 and 80 μm in diameter were compressed using an air pressure up to 20 and 15 psi respectively (Fig. 4b). At 20 psi air pressure, the 80 μm double emulsions escaped from the trapping chambers due to the confined space inside the trapping chambers and their larger sizes. For both sized double emulsions, compression changed their shape and oil thickness. Figure 4c shows the increase in average in-plane thickness of the middle oil phase with increasing applied pressure. The double emulsions with outer diameter of 50 μm had a 3.8 fold increase in middle phase thickness, while a 2.3 fold increase was observed for 80 μm double emulsions. The change in average in-plane thickness of the middle oil phase was completely reversible when pressure was reduced back to 0 psi after compression (Fig. 4d). Together these results showed the capability of the microfluidic device to compress double emulsions to increase their middle oil phase thickness.

Oil removal by aspiration of double emulsions

Double emulsions are very stable and oil must be removed in order to thin out the oil phase. We postulated that aspiration of the middle oil phase could result in permanent thinning of the oil phase. Aspiration is achieved with the same mechanism used in μFPA device previously 34 . The pressure difference across the microchannel comes from the pressure drop through the main microfluidic channel due to fluid flow (Fig. 5a), which is the product of the volume flow rate and flow resistance of the main microfluidic channel. To determine the relationship between flow rate and pressure difference for each trapping chamber for our relatively complex microfluidic channel design, we performed flow simulation of the flow channel using COMSOL. As shown in Fig. 5b, the pressure difference is linear with the flow rate for each trapping chamber, with the largest pressure difference for the most upstream trapping chamber.

Thinning of the middle phase in double emulsion droplets by aspiration.

(a) The flow layer microfluidic channel is designed such that trapped droplets in the trapping chambers experience a pressure difference induced by fluid flow in the microfluidic channel. (B) The relationship between flow rate and pressure difference at different trapping chamber position was obtained from COMSOL simulation. (C) A double emulsion droplet trapped in the trapping chamber was aspirated by changing the pressure difference. As the pressure difference increased, the oil changed from being aspirated to pinching off and thinning out. When the pressure difference was reduced, the oil retracted. After the thinning of oil, the double emulsion remained inside the trapping cup and the initially encapsulated fluorescent dye remained in the double emulsion. (D) The change in average in-plane thickness of the middle oil phase with respect to time for the same double emulsion shown in (C) at a pressure difference of 69.3 and 34.3 Pa.

To test the effect of aspiration on double emulsions, we encapsulated rhodamine succinimidyl dye in 80 μm double emulsions that had an average in-plane oil thickness of 8.2 μm. By increasing the flow rate, we aspirated on double emulsions and observed several behaviors through dynamic changes of aspiration pressure, as shown in Fig. 5c. At low aspiration pressures of 8.5 or 21.3 Pa, oil was aspirated into the micropipette. Interestingly, when the pressure difference increased from 34.6 to 69.3 Pa, oil began to pinch off and the middle phase thinned out over several seconds. The transition of oil aspiration to pinching off occurs when the protrusion length of the double emulsion is larger than the hydraulic radius of the aspiration micropipette. After applying a high pressure difference to the double emulsions for several seconds (69.3 Pa, >5.8 s), the oil in the double emulsion became nearly invisible by brightfield imaging. However, there is some residual oil remained inside the micropipette channel. When the pressure difference was reduced back to 34.6 Pa, the oil retracted from the micropipette channel and refilled the double emulsion middle phase (34.6 Pa, 1.5 s). The double emulsion remained stably trapped after thinning of the oil phase, as evident by the intact encapsulated fluorescent dye in the aqueous inner phase. The average in-plane thickness of the middle oil phase of this single double emulsion was measured at aspiration pressure differences of 69.3 and 34.6 Pa (Fig. 5d). This experiment demonstrated that the middle oil phase can be thinned out permanently by aspiration in the microfluidic device.

Mechanically activated double emulsion through aspiration and osmotic shock facilitates calcium transport through oil

Through compression and aspiration, the microfluidic device enables transient thickening and permanent thinning of the middle oil phase in double emulsions. The middle oil phase in a double emulsion behaves like a semi-permeable membrane through which solute molecules can diffuse into and out of the inner aqueous phase. This is especially relevant in drug delivery application, where non-ionized hydrophobic drug diffuses through the oil obeying Fick’s law of diffusion. Since ions are hydrophilic, they cannot diffuse through oil easily. However, in the presence of an osmotic pressure difference during hypo-osmotic shock, it has been observed that ions can also transport along with water through Span80-stabilized oil phase of double emulsions via two different mechanisms 43 . When there is no contact between the two interfaces, reverse micelles form in the presence of lipophilic surfactant molecules and diffuse through the oil, while the transport of water is carried by single hydrated surfactant molecules when there is contact between the two interfaces 43,44,45 . The ion transport was also found to be dependent on the oil-soluble surfactant 43 . Fluorinated oil (HFE-7500) with fluorosurfactants (PFPE-PEG) used to generate double emulsions in this study has been shown to provide permeability to oxygen and other non-ionized small molecules 46,47 . However, the transport of ions through this oil is not known. Thus, we investigated ion transport through the middle oil phase as a response that involves mechanically perturbing double emulsions.

In order to detect transport of calcium ions during osmotic downshock, we encapsulated Rhod-2 calcium indicator in double emulsions (Fig. 6a). We did not find a significant change in fluorescence when we subject thick double emulsions with hypo-osmotic shock (Fig. S2). However, when we aspirated the double emulsions to permanently thin out the oil, calcium ions entered the double emulsions rapidly as indicated by the increase in fluorescence for the calcium indicator (Fig. 6b). By comparison, unaspirated double emulsions that had a thicker middle phase did not have increased fluorescence during osmotic downshock over the same time period. This indicates that by aspirating double emulsions using the microfluidic device, calcium ions in the outer phase entered the double emulsions faster. The transport of ions through the fluorinated oil of this emulsion system behaved differently when compared to that through hexadecane with Span80 43 . Nevertheless, we demonstrated influx of calcium ions by mechanical activation of double emulsion artificial cell.

Mechanically activated artificial cell through aspiration and osmotic shock facilitates calcium ion transport through oil.

(a) Thick double emulsions are aspirated in the microfluidic device to form thinner double emulsions. Both thick and thin double emulsions are hypo-osmotically shocked, such that calcium ions diffuse through the oil and enter the double emulsions. (B) The changes in fluorescence as a function of time for thick and thin double emulsions (n = 12, mean ± SEM).


Compartmentalized Self-Replication for Evolution of a DNA Polymerase

Compartmentalized self-replication (CSR) is an emulsion PCR-based method for the selection of DNA polymerases. E. coli host cells expressing a library of DNA polymerases are emulsified so that no more than a single cell is present in a single emulsion droplet. In a subsequent emulsion PCR step, the DNA polymerase protein, as well as the plasmid encoding it are released into the emulsion droplet and the genes that created the most active or abundant polymerase variants are exponentially amplified and can be passed to the next round of CSR. CSR is a powerful method for engineering of polymerases since it allows selection under a variety of conditions, including the use of non-standard substrates. In this unit, we provide a step-by-step procedure for the selection of polymerases, using as an example the selection of reverse transcriptase activity starting from a library of Thermococcus kodakaraensis (KOD) DNA polymerase variants. © 2018 por John Wiley & Sons, Inc.


Examples of Emulsions

  • Oil and water mixtures are emulsions when shaken together. The oil will form drops and disperse throughout the water.
  • Egg yolk is an emulsion containing the emulsifying agent lecithin.
  • Crema on espresso is an emulsion consisting of water and coffee oil.
  • Butter is an emulsion of water in fat.
  • Mayonnaise is an oil in water emulsion that is stabilized by the lecithin in egg yolk.
  • The photosensitive side of photographic film is coated with an emulsion of silver halide in gelatin.

Abstracto

Whole-genome amplification (WGA) for next-generation sequencing has seen wide applications in biology and medicine when characterization of the genome of a single cell is required. High uniformity and fidelity of WGA is needed to accurately determine genomic variations, such as copy number variations (CNVs) and single-nucleotide variations (SNVs). Prevailing WGA methods have been limited by fluctuation of the amplification yield along the genome, as well as false-positive and -negative errors for SNV identification. Here, we report emulsion WGA (eWGA) to overcome these problems. We divide single-cell genomic DNA into a large number (10 5 ) of picoliter aqueous droplets in oil. Containing only a few DNA fragments, each droplet is led to reach saturation of DNA amplification before demulsification such that the differences in amplification gain among the fragments are minimized. We demonstrate the proof-of-principle of eWGA with multiple displacement amplification (MDA), a popular WGA method. This easy-to-operate approach enables simultaneous detection of CNVs and SNVs in an individual human cell, exhibiting significantly improved amplification evenness and accuracy.


How Do Sodium Ions Enter Cells?

The cell membrane is not very permeable to sodium ions, so they must enter through a process known as facilitated diffusion. In facilitated diffusion, sodium passes through the cell membrane in a voltage-gated ion channel, which is opened by a change in electrical current across the membrane.

These channels only remain open for approximately one millisecond, but more than 7,000 sodium ions pass through into the cell in this time. This type of facilitated diffusion of sodium only occurs in certain types of excitable cells, such as muscle cells and neurons.

In order to remove excess sodium from cells, energy must be expended in the form of adenosine triphosphate, ATP. In this process of active transport, each unit of ATP results in the removal of three sodium ions out of the cell and takes in two potassium ions.

There are many different types of facilitated diffusion, which are used by cells to take in large molecules that cannot otherwise pass across the cell membrane, such as sugars, minerals and amino acids. In this process, the molecules usually attempt to move from areas of high concentration to areas of low concentration. For this reason, diffusion is also fully reversible, as the molecules can move in either direction.


Conflict of interest

Pairing technology is a property of Evrogen JSC, Moscow, Russia. S.D. is employed by Evrogen JSC. C.D.M. has a share in Evrogen JSC.

Como servicio a nuestros autores y lectores, esta revista proporciona información de apoyo proporcionada por los autores. Dichos materiales son revisados ​​por pares y se pueden reorganizar para su entrega en línea, pero no se editan ni se componen. Los problemas de soporte técnico que surjan de la información de respaldo (que no sean archivos faltantes) deben dirigirse a los autores.

Figura 1. Nested amplification after emulsion. A, emulsion product. B, product of 1st amplification. C, Product of 2nd amplification.

Figura 2. Titration of blocking oligonucleotides for emulsion reaction products. Second post-emulsion amplification of fused TCR beta/TCR alpha molecules is shown, after having performed the first post-emulsion amplification in the presence of 0, 0.2, 0.4, 0.8, 1.6, 3.2, 6.4 or 12.8 μM of each blocking oligonucleotide. Para (A) we started from the product of the full cell-based emulsion reaction performed with all oligonucleotides for TCR alpha and beta amplification and overlap-extension, whereas (B) depicts reactions performed with joined products of two separate emulsion reactions that contained oligonucleotide sets for either TCR alpha or beta amplification. 3.2 μM achieved high blocking efficiency (B), while still enabling efficient amplification of the product for the full emulsion reaction (A).

figura 3. Frequency of observed CDR3 pairs plotted against the frequency-expected random pairing values computed from control reactions. Data is presented in log scale. Point color indicates significance of the difference between observed and expected values. A depicts a cell-based emulsion reaction, and B presents a control reaction from living cells without emulsion.

Figura 4. FACS-sorting of CD8+ HLA-A*02-CMV (NLV peptide)-specific T cells. Gated CD8+ population is shown. From 2 x 107 PBMCs, we were able to sort more than 1 x 105 T cells of the subpopulation of interest, R1. The R1 subpopulation comprised 3.8% of CD8+ T cells and 1.7% of all T cells. Purity of the sorted population was > 97%.

Table 1. Oligonucleotides used in the study. Parts of the oligonucleotides that form/anneal to the overlap-extension sequence are underlined.

Tabla 3. TCR alpha and beta chains identified in sorted CMV(NLV)-specific T cells.

Cuadro 4. Accuracy of TCR alpha-beta pairing.

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What is Biology in Nursing School?

Biology courses teach nursing students about life. The study of life is the focus of these courses. These courses help nurses to classify organisms into categories. The magnificent thing about biology is that it covers content from various other sub-disciplines rather than focus on organisms from just one category. This is important to nurses as they try to understand how illnesses affect the human body.

The foundation of biology consists of understanding gene theory, the concept that tiny particles known as DNA determine the make up of an organism that passes from parent to offspring cell theory, the belief that life comes from units know as cells homeostasis, the belief that organisms contain complex processes that protect it from the effects of the environment and evolution, the belief that life is not random but rather it evolves from natural selection and random mutations.

Nursing student use biology to help them view all aspects of a patient’s life to determine treatment options based on their entire biological make up. Genetic factors play an important role in the biological make up of a patient so nurses need to have a firm grasp of this concept to provide effective patient care.


Biology Notes for IGCSE 2014 & 2022

Sometimes substances are required to be move contra los Concentration Gradient , or faster than they would by Passive Transport. En estos casos, Active Processes are used, which require energía .

  • dirección of movement ( abajo o hasta a gradient)
  • uso de energía for movement

  1. Explain how the presence of root hair cells on roots enables the efficient absorption of water and minerals. [ 2 marks]
  2. Root hair cells can absorb mineral ions by diffusion and active transport.

b)Explain why respiration rates may increase in root hair cells during the uptake of mineral ions [ 1 mark ]

1. - Large number of root hair cells give a large surface area to the root.
- Mitochondria are present to provide energy for active transport.
2. a) active transport is absorption of a substance into a cell or across a membrane
- against (up) a concentration gradient.
- using energy


Ver el vídeo: Qué es un emulsionante? (Septiembre 2022).