Información

Tiempos típicos de replicación del ADN

Tiempos típicos de replicación del ADN


We are searching data for your request:

Forums and discussions:
Manuals and reference books:
Data from registers:
Wait the end of the search in all databases.
Upon completion, a link will appear to access the found materials.

Solo por curiosidad (soy completamente ajeno a la biología), ya que no he podido encontrar esta información en Internet: ¿Cuánto tiempo lleva todo el proceso de replicación del ADN? (digamos, la replicación de un cromosoma completo) Aproximadamente, ¿cuánto tiempo pasa el ADN en una estructura de hélice única durante la replicación?

Tengo curiosidad por las escalas de tiempo de estos procesos, desde el momento en que la polimerasa comienza a cortar la doble hélice hasta el momento en que hay dos hélices dobles perfectamente formadas (una de ellas copia de la otra). ¿Cuánto tiempo puede tomar esto? milisegundos? ¿segundos?


Una célula de mamífero tarda aproximadamente 8 horas para replicar todo su ADN en su Fase S; una célula de levadura tardaría aproximadamente 40 minutos.

Alguna otra información sobre la que parece no tener la información correcta:

  1. La ADN polimerasa no desenrolla / divide el ADN, ese es el trabajo de Helicasa de ADN. La ADN polimerasa no puede unirse al ADN monocatenario hasta que la helicasa desenrolla el ADN bicatenario ("funde"), o el ADN bicatenario se derrite artificialmente en un tubo de ensayo a alta temperatura.

  2. El dsDNA no se separa completamente antes de ser copiado. Hay decenas de miles de sitiosorígenes de la replicación-a través del genoma que se desenrolla y comienza a replicarse cada vez que la célula replica su genoma.

"... la replicación del ADN en la mayoría de las células eucariotas ocurre solo durante una parte específica del ciclo de división celular, llamada Fase de síntesis de ADN o Fase S. En una célula de mamífero, la fase S suele durar aproximadamente 8 horas; En células eucariotas más simples, como las levaduras, la fase S puede ser tan corta como 40 minutos."

"Un cromosoma humano de tamaño medio contiene una única molécula de ADN lineal de aproximadamente 150 millones de pares de nucleótidos. Se necesitarían (0.02 segundos / nucleótido) x (150e6 nucleótidos) = 3e6 segundos (aproximadamente 35 días) para replicar dicha molécula de ADN desde el extremo para terminar con una única bifurcación de replicación."

"... Aproximadamente se utilizan 30.000-50.000 orígenes de replicación cada vez que una célula humana se divide".

-Biología molecular de la célula, 6e, Alberts, et al.


Creo que su visión de la replicación del ADN está un poco fuera del objetivo en relación con la separación de cadenas (que produce lo que llama "estructura de una sola hélice"). Las hebras del ADN se separan continuamente a medida que se produce la replicación y luego se copian con bastante rapidez mediante la ADN polimerasa. No se separan completamente y luego se copian. (Y la ADN polimerasa no corta nada).

Pero aquí hay algunos momentos típicos de los libros de texto en línea, donde puede leer más sobre el tema:

Células bacterianas

Según el libro de texto The Molecular Biology of the Cell:

"Se necesita E. coli sobre 40 minutos para duplicar su genoma de 4,6 × 106 pares de nucleótidos ".

Y esto se ha discutido en una respuesta a una pregunta anterior.

Células animales

Según el libro de texto, The Cell:

… Células humanas en cultivo, que se dividen aproximadamente cada 24 horas.

Sin embargo, como se explica en la sección citada, la fase S, cuando ocurre la síntesis de ADN, solo toma alrededor de 8 horas. (Gracias a @rotaredom por señalar esto).


Tiempos de plegado y persistencia de G-quadruplex intramoleculares incrustados transitoriamente en un dúplex de ADN

Phong Lan Thao Tran, Martin Rieu, Samar Hodeib, Alexandra Joubert, Jimmy Ouellet, Patrizia Alberti, Anthony Bugaut, Jean-François Allemand, Jean-Baptiste Boulé, Vincent Croquette, tiempos de plegado y persistencia de los G-cuádruples intramoleculares incrustados transitoriamente en un ADN dúplex, Investigación de ácidos nucleicos, Volumen 49, Número 9, 21 de mayo de 2021, Páginas 5189–5201, https://doi.org/10.1093/nar/gkab306


Después de completar las cuatro unidades de este curso, debería poder:

  • Identificar la estructura y función general de carbohidratos, fosfolípidos, proteínas, enzimas y ácidos nucleicos.
  • Resume los procesos generales que utiliza la célula para generar energía celular a partir del azúcar y generar la energía y el agente reductor necesarios para el ciclo de Calvin.
  • Describe cómo se demostró que el ADN es el material genético y cómo se copia el ADN.
  • Describir la estructura y regulación de genes y la estructura y síntesis de proteínas.
  • Comprender la herencia de dos o más rasgos basados ​​en la genética mendeliana. Aplicar este conocimiento al dibujo y decodificación de pedigríes humanos.
  • Comprender la herencia de los rasgos cuando los genes involucrados están vinculados.
  • Predecir los resultados de cruces genéticos que involucran dos o más rasgos cuando los genes involucrados están vinculados o desvinculados.
  • Comprender las herramientas y los reactivos generales que se utilizan en las tecnologías de ADN recombinante.
  • Describa una estrategia general para crear una biblioteca de ADN recombinante, cribar una biblioteca de ADN recombinante y analizar el fragmento de ADN identificado.
  • Diseñar una estrategia general para identificar un gen de interés mediante técnicas de ADN recombinante.

Opciones de acceso

Obtenga acceso completo a la revista durante 1 año

Todos los precios son precios NETOS.
El IVA se agregará más adelante en el proceso de pago.
El cálculo de impuestos se finalizará durante el pago.

Obtenga acceso a artículos por tiempo limitado o completo en ReadCube.

Todos los precios son precios NETOS.


Contenido

El ADN no suele existir como una sola hebra, sino como un par de hebras que se mantienen juntas. [9] [12] Estos dos largos hilos se enrollan uno alrededor del otro, en forma de doble hélice. El nucleótido contiene tanto un segmento de la columna vertebral de la molécula (que mantiene unida a la cadena) como una nucleobase (que interactúa con la otra hebra de ADN en la hélice). Una nucleobase ligada a un azúcar se llama nucleósido, y una base ligada a un azúcar y a uno o más grupos fosfato se llama nucleótido. Un biopolímero que comprende múltiples nucleótidos enlazados (como en el ADN) se denomina polinucleótido. [13]

La columna vertebral de la cadena de ADN está formada por grupos alternos de fosfato y azúcar. [14] El azúcar en el ADN es 2-desoxirribosa, que es un azúcar pentosa (cinco carbonos). Los azúcares están unidos por grupos fosfato que forman enlaces fosfodiéster entre el tercer y quinto átomos de carbono de los anillos de azúcar adyacentes. Estos se conocen como carbonos del extremo 3 '(tres extremos principales) y del extremo 5' (cinco extremos principales), y el símbolo principal se utiliza para distinguir estos átomos de carbono de los de la base con la que la desoxirribosa forma un enlace glicosídico. . Por lo tanto, cualquier hebra de ADN normalmente tiene un extremo en el que hay un grupo fosfato unido al carbono 5 'de una ribosa (el 5' fosforilo) y otro extremo en el que hay un grupo hidroxilo libre unido al carbono 3 'de una ribosa. ribosa (el 3 'hidroxilo). La orientación de los carbonos 3 'y 5' a lo largo del esqueleto de azúcar-fosfato confiere direccionalidad (a veces llamada polaridad) a cada cadena de ADN. En una doble hélice de ácido nucleico, la dirección de los nucleótidos en una hebra es opuesta a su dirección en la otra hebra: las hebras son antiparalelas. Se dice que los extremos asimétricos de las cadenas de ADN tienen una direccionalidad de cinco extremos primarios (5 ′) y tres extremos primarios (3 ′), teniendo el extremo 5 ′ un grupo fosfato terminal y el extremo 3 ′ un grupo hidroxilo terminal. Una diferencia importante entre el ADN y el ARN es el azúcar, donde la 2-desoxirribosa en el ADN se reemplaza por la alternativa de azúcar pentosa ribosa en el ARN. [12]

Clasificación de nucleobase

Bases no canónicas

Las bases modificadas se encuentran en el ADN. El primero de ellos reconocido fue la 5-metilcitosina, que se encontró en el genoma de Tuberculosis micobacteriana en 1925. [20] La razón de la presencia de estas bases no canónicas en virus bacterianos (bacteriófagos) es evitar las enzimas de restricción presentes en las bacterias. Este sistema enzimático actúa, al menos en parte, como un sistema inmunológico molecular que protege a las bacterias de la infección por virus. [21] Las modificaciones de las bases citosina y adenina, las bases de ADN más comunes y modificadas, desempeñan funciones vitales en el control epigenético de la expresión génica en plantas y animales. [22]

Listado de bases no canónicas encontradas en el ADN

Se sabe que existen varias bases no canónicas en el ADN. [23] La mayoría de estos son modificaciones de las bases canónicas más uracilo.

  • Modificado Adenosina
    • N6-carbamoil-metiladenina
    • N6-metiadenina
    • 7-Deazaguanina
    • 7-metilguanina
    • N4-metilcitosina
    • 5-carboxilcitosina
    • 5-formilcitosina
    • 5-glicosilhidroximetilcitosina
    • 5-hidroxicitosina
    • 5-metilcitosina
    • α-glutamitimidina
    • α-putresciniltilina
    • Base J
    • Uracil
    • 5-dihidroxipentauracilo
    • 5-hidroximetildesoxiuracilo
    • Desoxiarqueosina
    • 2,6-diaminopurina (2-aminoadenina)

    Surcos

    Las hebras helicoidales gemelas forman la columna vertebral del ADN. Se puede encontrar otra doble hélice trazando los espacios, o ranuras, entre las hebras. Estos huecos son adyacentes a los pares de bases y pueden proporcionar un sitio de unión. Como las hebras no están ubicadas simétricamente entre sí, las ranuras tienen un tamaño desigual. Un surco, el surco principal, tiene 22 ångströms (2,2 nm) de ancho y el otro, el surco menor, tiene 12 Å (1,2 nm) de ancho. [24] El ancho del surco mayor significa que los bordes de las bases son más accesibles en el surco mayor que en el menor. Como resultado, las proteínas, como los factores de transcripción, que pueden unirse a secuencias específicas en el ADN de doble hebra, suelen entrar en contacto con los lados de las bases expuestas en el surco principal. [25] Esta situación varía en conformaciones inusuales de ADN dentro de la célula. (vea abajo), pero los surcos mayor y menor siempre se nombran para reflejar las diferencias de tamaño que se verían si el ADN se retorciera a la forma B ordinaria.

    Emparejamiento de bases

    SsDNA frente a dsDNA

    En el laboratorio, la fuerza de esta interacción se puede medir encontrando la temperatura necesaria para romper la mitad de los enlaces de hidrógeno, su temperatura de fusión (también llamada Tmetro valor). Cuando todos los pares de bases en una doble hélice de ADN se funden, las hebras se separan y existen en solución como dos moléculas completamente independientes. Estas moléculas de ADN monocatenario no tienen una forma común única, pero algunas conformaciones son más estables que otras. [30]

    Sentido y antisentido

    Una secuencia de ADN se denomina secuencia "con sentido" si es la misma que la de una copia de ARN mensajero que se traduce en proteína. [31] La secuencia en la hebra opuesta se llama secuencia "antisentido". Tanto las secuencias sentido como las antisentido pueden existir en diferentes partes de la misma hebra de ADN (es decir, ambas hebras pueden contener secuencias tanto con sentido como antisentido). Tanto en procariotas como en eucariotas, se producen secuencias de ARN antisentido, pero las funciones de estos ARN no están del todo claras. [32] Una propuesta es que los ARN antisentido están involucrados en la regulación de la expresión génica a través del emparejamiento de bases ARN-ARN. [33]

    Algunas secuencias de ADN en procariotas y eucariotas, y más en plásmidos y virus, difuminan la distinción entre cadenas con sentido y antisentido al tener genes superpuestos. [34] En estos casos, algunas secuencias de ADN cumplen una doble función: codifican una proteína cuando se leen a lo largo de una hebra y una segunda proteína cuando se leen en la dirección opuesta a lo largo de la otra hebra. En las bacterias, esta superposición puede estar involucrada en la regulación de la transcripción de genes, [35] mientras que en los virus, la superposición de genes aumenta la cantidad de información que puede codificarse dentro del pequeño genoma viral. [36]

    Superenrollamiento

    El ADN se puede retorcer como una cuerda en un proceso llamado superenrollamiento del ADN. Con el ADN en su estado "relajado", una hebra generalmente rodea el eje de la doble hélice una vez cada 10,4 pares de bases, pero si el ADN se retuerce, las hebras se vuelven más apretadas o más flojas. [37] Si el ADN se tuerce en la dirección de la hélice, se trata de un superenrollamiento positivo y las bases se mantienen más juntas. Si se tuercen en la dirección opuesta, se trata de un superenrollamiento negativo y las bases se separan más fácilmente. En la naturaleza, la mayor parte del ADN tiene un ligero superenrollamiento negativo que es introducido por enzimas llamadas topoisomerasas. [38] Estas enzimas también son necesarias para aliviar las tensiones de torsión introducidas en las cadenas de ADN durante procesos como la transcripción y la replicación del ADN. [39]

    Estructuras de ADN alternativas

    El ADN existe en muchas conformaciones posibles que incluyen las formas A-ADN, B-ADN y Z-ADN, aunque solo se han observado directamente B-ADN y Z-ADN en organismos funcionales. [14] La conformación que adopta el ADN depende del nivel de hidratación, la secuencia del ADN, la cantidad y dirección del superenrollamiento, las modificaciones químicas de las bases, el tipo y concentración de iones metálicos y la presencia de poliaminas en solución. [40]

    Los primeros informes publicados sobre patrones de difracción de rayos X de ADN-A, y también ADN-B, utilizaron análisis basados ​​en transformaciones de Patterson que proporcionaron solo una cantidad limitada de información estructural para las fibras de ADN orientadas. [41] [42] Luego, Wilkins propuso un análisis alternativo. et al., en 1953, para el en vivo Patrones de dispersión de difracción de rayos X de ADN B de fibras de ADN altamente hidratadas en términos de cuadrados de funciones de Bessel. [43] En la misma revista, James Watson y Francis Crick presentaron su análisis de modelado molecular de los patrones de difracción de rayos X del ADN para sugerir que la estructura era una doble hélice. [9]

    Aunque el Forma de B-DNA es más común en las condiciones que se encuentran en las células, [44] no es una conformación bien definida, sino una familia de conformaciones de ADN relacionadas [45] que ocurren a los altos niveles de hidratación presentes en las células. Sus correspondientes patrones de difracción y dispersión de rayos X son característicos de los paracristales moleculares con un grado significativo de desorden. [46] [47]

    En comparación con B-DNA, la forma A-DNA es una espiral derecha más ancha, con un surco menor ancho y poco profundo y un surco mayor más estrecho y profundo. La forma A se presenta en condiciones no fisiológicas en muestras de ADN parcialmente deshidratadas, mientras que en la célula puede producirse en pares híbridos de cadenas de ADN y ARN y en complejos enzima-ADN. [48] ​​[49] Los segmentos de ADN donde las bases han sido modificadas químicamente por metilación pueden sufrir un cambio mayor en la conformación y adoptar la forma Z. Aquí, las hebras giran alrededor del eje helicoidal en una espiral hacia la izquierda, lo opuesto a la forma B más común. [50] Estas estructuras inusuales pueden ser reconocidas por proteínas de unión al ADN-Z específicas y pueden estar involucradas en la regulación de la transcripción. [51]

    Química alternativa del ADN

    Durante muchos años, los exobiólogos han propuesto la existencia de una biosfera en la sombra, una biosfera microbiana postulada de la Tierra que utiliza procesos bioquímicos y moleculares radicalmente diferentes a los de la vida conocida actualmente. Una de las propuestas fue la existencia de formas de vida que utilizan arsénico en lugar de fósforo en el ADN. Se anunció un informe en 2010 sobre la posibilidad de la bacteria GFAJ-1, [52] [53] aunque la investigación fue cuestionada, [53] [54] y la evidencia sugiere que la bacteria previene activamente la incorporación de arsénico en la columna vertebral del ADN. y otras biomoléculas. [55]

    Estructuras cuádruplex

    En los extremos de los cromosomas lineales hay regiones especializadas de ADN llamadas telómeros. La función principal de estas regiones es permitir que la célula replique los extremos de los cromosomas utilizando la enzima telomerasa, ya que las enzimas que normalmente replican el ADN no pueden copiar los extremos 3 ′ de los cromosomas. [56] Estos casquetes cromosómicos especializados también ayudan a proteger los extremos del ADN y evitan que los sistemas de reparación del ADN en la célula los traten como daños a corregir. [57] En las células humanas, los telómeros suelen ser longitudes de ADN monocatenario que contienen varios miles de repeticiones de una secuencia TTAGGG simple. [58]

    Estas secuencias ricas en guanina pueden estabilizar los extremos de los cromosomas formando estructuras de conjuntos apilados de unidades de cuatro bases, en lugar de los pares de bases habituales que se encuentran en otras moléculas de ADN. Aquí, cuatro bases de guanina, conocidas como tétrada de guanina, forman una placa plana. Estas unidades planas de cuatro bases se apilan una encima de la otra para formar una estructura G-quadruplex estable. [60] Estas estructuras se estabilizan mediante enlaces de hidrógeno entre los bordes de las bases y la quelación de un ión metálico en el centro de cada unidad de cuatro bases. [61] También se pueden formar otras estructuras, con el conjunto central de cuatro bases provenientes de una sola hebra doblada alrededor de las bases, o de varias hebras paralelas diferentes, cada una aportando una base a la estructura central.

    Además de estas estructuras apiladas, los telómeros también forman grandes estructuras de bucle llamadas bucles de telómeros o bucles en T. Aquí, el ADN monocatenario se enrolla en un círculo largo estabilizado por proteínas de unión a telómeros. [62] Al final del bucle T, el ADN del telómero monocatenario se mantiene en una región del ADN bicatenario mediante la cadena del telómero que interrumpe el ADN de doble hélice y el apareamiento de bases con una de las dos cadenas. Esta estructura de triple hebra se llama bucle de desplazamiento o bucle en D. [60]

    ADN ramificado

    En el ADN, el deshilachado ocurre cuando existen regiones no complementarias al final de una doble hebra de ADN que de otro modo sería complementaria. Sin embargo, puede producirse ADN ramificado si se introduce una tercera hebra de ADN y contiene regiones contiguas capaces de hibridar con las regiones deshilachadas de la doble hebra preexistente. Aunque el ejemplo más simple de ADN ramificado involucra solo tres cadenas de ADN, también son posibles complejos que involucren cadenas adicionales y múltiples ramas. [63] El ADN ramificado se puede utilizar en nanotecnología para construir formas geométricas; consulte la sección sobre usos en tecnología a continuación.

    Bases artificiales

    Se han sintetizado varias nucleobases artificiales y se han incorporado con éxito en el análogo de ADN de ocho bases llamado ADN de Hachimoji. Denominadas S, B, P y Z, estas bases artificiales son capaces de unirse entre sí de forma predecible (S – B y P – Z), mantener la estructura de doble hélice del ADN y transcribirse a ARN. Su existencia podría verse como una indicación de que no hay nada especial en las cuatro nucleobases naturales que evolucionaron en la Tierra. [64] [65] Por otro lado, el ADN está estrechamente relacionado con el ARN, que no solo actúa como una transcripción del ADN, sino que también realiza muchas tareas en las células como máquinas moleculares. Para ello, tiene que plegarse formando una estructura. Se ha demostrado que para permitir la creación de todas las estructuras posibles se requieren al menos cuatro bases para el ARN correspondiente, [66] mientras que también es posible un número mayor, pero esto iría en contra del Principio natural de mínimo esfuerzo.

    Modificaciones de base y empaquetado de ADN

    La expresión de los genes está influenciada por cómo se empaqueta el ADN en los cromosomas, en una estructura llamada cromatina. Las modificaciones de las bases pueden estar implicadas en el empaquetamiento, con regiones que tienen una expresión génica baja o nula que normalmente contienen altos niveles de metilación de bases de citosina. El empaquetamiento del ADN y su influencia en la expresión génica también puede ocurrir por modificaciones covalentes del núcleo de la proteína histona alrededor del cual el ADN está envuelto en la estructura de la cromatina o también por remodelación llevada a cabo por complejos de remodelación de cromatina (ver Remodelación de cromatina). Además, existe una diafonía entre la metilación del ADN y la modificación de histonas, por lo que pueden afectar de manera coordinada la cromatina y la expresión génica. [67]

    Por ejemplo, la metilación de citosina produce 5-metilcitosina, que es importante para la inactivación X de los cromosomas. [68] El nivel medio de metilación varía entre organismos: el gusano Caenorhabditis elegans carece de metilación de citosina, mientras que los vertebrados tienen niveles más altos, con hasta un 1% de su ADN que contiene 5-metilcitosina. [69] A pesar de la importancia de la 5-metilcitosina, puede desaminarse para dejar una base de timina, por lo que las citosinas metiladas son particularmente propensas a mutaciones. [70] Otras modificaciones de bases incluyen metilación de adenina en bacterias, la presencia de 5-hidroximetilcitosina en el cerebro, [71] y la glicosilación de uracilo para producir la "base J" en cinetoplastidos. [72] [73]

    Daño

    El ADN puede resultar dañado por muchos tipos de mutágenos, que cambian la secuencia del ADN. Los mutágenos incluyen agentes oxidantes, agentes alquilantes y también radiación electromagnética de alta energía, como luz ultravioleta y rayos X. El tipo de daño del ADN producido depende del tipo de mutágeno. Por ejemplo, la luz ultravioleta puede dañar el ADN al producir dímeros de timina, que son enlaces cruzados entre las bases de pirimidina. [75] Por otro lado, los oxidantes como los radicales libres o el peróxido de hidrógeno producen múltiples formas de daño, incluidas modificaciones de bases, particularmente de guanosina, y roturas de doble hebra. [76] Una célula humana típica contiene alrededor de 150.000 bases que han sufrido daño oxidativo. [77] De estas lesiones oxidativas, las más peligrosas son las roturas de doble hebra, ya que son difíciles de reparar y pueden producir mutaciones puntuales, inserciones, deleciones de la secuencia de ADN y translocaciones cromosómicas. [78] Estas mutaciones pueden causar cáncer. Debido a los límites inherentes a los mecanismos de reparación del ADN, si los humanos vivieran lo suficiente, eventualmente todos desarrollarían cáncer. [79] [80] Los daños al ADN que ocurren naturalmente, debido a procesos celulares normales que producen especies reactivas de oxígeno, las actividades hidrolíticas del agua celular, etc., también ocurren con frecuencia. Aunque la mayoría de estos daños se reparan, en cualquier célula puede quedar algo de daño en el ADN a pesar de la acción de los procesos de reparación. Estos daños restantes del ADN se acumulan con la edad en los tejidos postmitóticos de los mamíferos. Esta acumulación parece ser una importante causa subyacente del envejecimiento. [81] [82] [83]

    Muchos mutágenos caben en el espacio entre dos pares de bases adyacentes, esto se llama intercalación. La mayoría de los intercaladores son moléculas aromáticas y planas. Los ejemplos incluyen bromuro de etidio, acridinas, daunomicina y doxorrubicina. Para que un intercalador se ajuste entre pares de bases, las bases deben separarse, distorsionando las hebras de ADN al desenrollar la doble hélice. Esto inhibe tanto la transcripción como la replicación del ADN, provocando toxicidad y mutaciones. [84] Como resultado, los intercaladores de ADN pueden ser carcinógenos y, en el caso de la talidomida, un teratógeno. [85] Otros como el benzo [a] pireno diol epóxido y aflatoxina forman aductos de ADN que inducen errores en la replicación. [86] No obstante, debido a su capacidad para inhibir la transcripción y replicación del ADN, también se utilizan otras toxinas similares en la quimioterapia para inhibir las células cancerosas de crecimiento rápido. [87]

    El ADN generalmente se presenta como cromosomas lineales en eucariotas y cromosomas circulares en procariotas. El conjunto de cromosomas de una célula constituye su genoma; el genoma humano tiene aproximadamente 3 mil millones de pares de bases de ADN dispuestos en 46 cromosomas. [88] La información transportada por el ADN se mantiene en la secuencia de fragmentos de ADN llamados genes. La transmisión de información genética en genes se logra mediante el apareamiento de bases complementarias. Por ejemplo, en la transcripción, cuando una célula usa la información de un gen, la secuencia de ADN se copia en una secuencia de ARN complementaria mediante la atracción entre el ADN y los nucleótidos de ARN correctos. Por lo general, esta copia de ARN se usa para hacer una secuencia de proteína coincidente en un proceso llamado traducción, que depende de la misma interacción entre los nucleótidos de ARN. De manera alternativa, una célula puede simplemente copiar su información genética en un proceso llamado replicación del ADN. Los detalles de estas funciones se tratan en otros artículos, aquí el foco está en las interacciones entre el ADN y otras moléculas que median la función del genoma.

    Genes y genomas

    El ADN genómico se empaqueta de manera apretada y ordenada en el proceso llamado condensación de ADN, para adaptarse a los pequeños volúmenes disponibles de la célula. En eucariotas, el ADN se encuentra en el núcleo celular, con pequeñas cantidades en mitocondrias y cloroplastos. En los procariotas, el ADN se mantiene dentro de un cuerpo de forma irregular en el citoplasma llamado nucleoide. [89] La información genética de un genoma se encuentra dentro de los genes, y el conjunto completo de esta información en un organismo se denomina genotipo. Un gen es una unidad hereditaria y es una región del ADN que influye en una característica particular de un organismo. Los genes contienen un marco de lectura abierto que se puede transcribir y secuencias reguladoras, como promotores y potenciadores, que controlan la transcripción del marco de lectura abierto.

    En muchas especies, solo una pequeña fracción de la secuencia total del genoma codifica proteínas. Por ejemplo, solo alrededor del 1,5% del genoma humano consiste en exones que codifican proteínas, y más del 50% del ADN humano consiste en secuencias repetitivas no codificantes. [90] Las razones de la presencia de tanto ADN no codificante en los genomas eucariotas y las extraordinarias diferencias en el tamaño del genoma, o Valor C, entre las especies, representan un enigma de larga data conocido como el "enigma del valor C". [91] Sin embargo, algunas secuencias de ADN que no codifican proteínas aún pueden codificar moléculas de ARN no codificantes funcionales, que participan en la regulación de la expresión génica. [92]

    Algunas secuencias de ADN no codificantes desempeñan funciones estructurales en los cromosomas. Los telómeros y centrómeros suelen contener pocos genes, pero son importantes para la función y estabilidad de los cromosomas. [57] [94] Una forma abundante de ADN no codificante en humanos son los pseudogenes, que son copias de genes que han sido desactivados por mutación. [95] Estas secuencias suelen ser sólo fósiles moleculares, aunque ocasionalmente pueden servir como material genético en bruto para la creación de nuevos genes a través del proceso de duplicación y divergencia de genes. [96]

    Transcripción y traducción

    Un gen es una secuencia de ADN que contiene información genética y puede influir en el fenotipo de un organismo. Dentro de un gen, la secuencia de bases a lo largo de una cadena de ADN define una secuencia de ARN mensajero, que luego define una o más secuencias de proteínas. La relación entre las secuencias de nucleótidos de los genes y las secuencias de aminoácidos de las proteínas está determinada por las reglas de traducción, conocidas colectivamente como código genético. El código genético consta de 'palabras' de tres letras llamadas codones formado a partir de una secuencia de tres nucleótidos (por ejemplo, ACT, CAG, TTT).

    En la transcripción, los codones de un gen se copian en el ARN mensajero por la ARN polimerasa. Esta copia de ARN es luego decodificada por un ribosoma que lee la secuencia de ARN emparejando las bases del ARN mensajero para transferir ARN, que transporta aminoácidos. Dado que hay 4 bases en combinaciones de 3 letras, hay 64 codones posibles (4 3 combinaciones). Estos codifican los veinte aminoácidos estándar, dando a la mayoría de los aminoácidos más de un codón posible. También hay tres codones "de parada" o "sin sentido" que significan el final de la región codificante, estos son los codones TAA, TGA y TAG.

    Replicación

    La división celular es esencial para que un organismo crezca, pero cuando una célula se divide, debe replicar el ADN en su genoma para que las dos células hijas tengan la misma información genética que su progenitor. La estructura bicatenaria del ADN proporciona un mecanismo simple para la replicación del ADN. Aquí, las dos hebras se separan y luego la secuencia de ADN complementaria de cada hebra es recreada por una enzima llamada ADN polimerasa. Esta enzima produce la hebra complementaria al encontrar la base correcta a través del emparejamiento de bases complementarias y unirla a la hebra original. Como las ADN polimerasas solo pueden extender una hebra de ADN en una dirección de 5 'a 3', se utilizan diferentes mecanismos para copiar las hebras antiparalelas de la doble hélice. [97] De esta manera, la base de la cadena antigua dicta qué base aparece en la nueva cadena, y la célula termina con una copia perfecta de su ADN.

    Ácidos nucleicos extracelulares

    El ADN extracelular desnudo (eDNA), la mayor parte liberado por la muerte celular, es casi omnipresente en el medio ambiente. Su concentración en el suelo puede ser tan alta como 2 μg / L, y su concentración en ambientes acuáticos naturales puede ser tan alta como 88 μg / L. [98] Se han propuesto varias funciones posibles para el eDNA: puede estar involucrado en la transferencia horizontal de genes [99] puede proporcionar nutrientes [100] y puede actuar como un amortiguador para reclutar o valorar iones o antibióticos. [101] El ADN extracelular actúa como un componente funcional de la matriz extracelular en las biopelículas de varias especies bacterianas. Puede actuar como un factor de reconocimiento para regular la unión y dispersión de tipos celulares específicos en el biofilm [102], puede contribuir a la formación del biofilm [103] y puede contribuir a la fuerza física del biofilm y la resistencia al estrés biológico. [104]

    El ADN fetal libre de células se encuentra en la sangre de la madre y se puede secuenciar para determinar una gran cantidad de información sobre el feto en desarrollo. [105]

    Bajo el nombre de ADN ambiental, el ADN electrónico se ha visto cada vez más utilizado en las ciencias naturales como una herramienta de estudio para la ecología, monitoreando los movimientos y la presencia de especies en el agua, el aire o la tierra, y evaluando la biodiversidad de un área. [106] [107]

    Todas las funciones del ADN dependen de las interacciones con las proteínas. Estas interacciones proteicas pueden ser inespecíficas o la proteína puede unirse específicamente a una única secuencia de ADN. Las enzimas también pueden unirse al ADN y, de estos, las polimerasas que copian la secuencia de bases del ADN en la transcripción y replicación del ADN son particularmente importantes.

    Proteínas de unión al ADN

    Las proteínas estructurales que se unen al ADN son ejemplos bien conocidos de interacciones ADN-proteína no específicas. Dentro de los cromosomas, el ADN se mantiene en complejos con proteínas estructurales. Estas proteínas organizan el ADN en una estructura compacta llamada cromatina. En eucariotas, esta estructura implica la unión del ADN a un complejo de pequeñas proteínas básicas llamadas histonas, mientras que en los procariotas participan múltiples tipos de proteínas. [108] [109] Las histonas forman un complejo en forma de disco llamado nucleosoma, que contiene dos vueltas completas de ADN bicatenario envuelto alrededor de su superficie. Estas interacciones inespecíficas se forman a través de residuos básicos en las histonas, que forman enlaces iónicos con la estructura ácida de azúcar-fosfato del ADN y, por lo tanto, son en gran medida independientes de la secuencia de bases. [110] Las modificaciones químicas de estos residuos de aminoácidos básicos incluyen metilación, fosforilación y acetilación. [111] Estos cambios químicos alteran la fuerza de la interacción entre el ADN y las histonas, haciendo que el ADN sea más o menos accesible a los factores de transcripción y cambiando la tasa de transcripción. [112] Otras proteínas de unión al ADN no específicas en la cromatina incluyen las proteínas del grupo de alta movilidad, que se unen al ADN doblado o distorsionado. [113] Estas proteínas son importantes para doblar matrices de nucleosomas y organizarlas en las estructuras más grandes que forman los cromosomas. [114]

    Un grupo distinto de proteínas de unión al ADN son las proteínas de unión al ADN que se unen específicamente al ADN monocatenario. En los seres humanos, la proteína de replicación A es el miembro mejor entendido de esta familia y se utiliza en procesos en los que se separa la doble hélice, incluida la replicación, recombinación y reparación del ADN. [115] Estas proteínas de unión parecen estabilizar el ADN monocatenario y protegerlo de la formación de bucles madre o de ser degradado por nucleasas.

    Por el contrario, otras proteínas han evolucionado para unirse a secuencias de ADN particulares. El más estudiado de estos son los diversos factores de transcripción, que son proteínas que regulan la transcripción. Cada factor de transcripción se une a un conjunto particular de secuencias de ADN y activa o inhibe la transcripción de genes que tienen estas secuencias cercanas a sus promotores. Los factores de transcripción hacen esto de dos formas. En primer lugar, pueden unirse a la ARN polimerasa responsable de la transcripción, ya sea directamente o mediante otras proteínas mediadoras, lo que ubica a la polimerasa en el promotor y le permite comenzar la transcripción. [117] Alternativamente, los factores de transcripción pueden unirse a enzimas que modifican las histonas en el promotor. Esto cambia la accesibilidad de la plantilla de ADN a la polimerasa. [118]

    Como estos objetivos de ADN pueden ocurrir en todo el genoma de un organismo, los cambios en la actividad de un tipo de factor de transcripción pueden afectar a miles de genes. [119] En consecuencia, estas proteínas son a menudo los objetivos de los procesos de transducción de señales que controlan las respuestas a los cambios ambientales o la diferenciación y el desarrollo celular. The specificity of these transcription factors' interactions with DNA come from the proteins making multiple contacts to the edges of the DNA bases, allowing them to "read" the DNA sequence. Most of these base-interactions are made in the major groove, where the bases are most accessible. [25]

    DNA-modifying enzymes

    Nucleases and ligases

    Nucleases are enzymes that cut DNA strands by catalyzing the hydrolysis of the phosphodiester bonds. Nucleases that hydrolyse nucleotides from the ends of DNA strands are called exonucleases, while endonucleases cut within strands. The most frequently used nucleases in molecular biology are the restriction endonucleases, which cut DNA at specific sequences. For instance, the EcoRV enzyme shown to the left recognizes the 6-base sequence 5′-GATATC-3′ and makes a cut at the horizontal line. In nature, these enzymes protect bacteria against phage infection by digesting the phage DNA when it enters the bacterial cell, acting as part of the restriction modification system. [121] In technology, these sequence-specific nucleases are used in molecular cloning and DNA fingerprinting.

    Enzymes called DNA ligases can rejoin cut or broken DNA strands. [122] Ligases are particularly important in lagging strand DNA replication, as they join together the short segments of DNA produced at the replication fork into a complete copy of the DNA template. They are also used in DNA repair and genetic recombination. [122]

    Topoisomerases and helicases

    Topoisomerases are enzymes with both nuclease and ligase activity. These proteins change the amount of supercoiling in DNA. Some of these enzymes work by cutting the DNA helix and allowing one section to rotate, thereby reducing its level of supercoiling the enzyme then seals the DNA break. [38] Other types of these enzymes are capable of cutting one DNA helix and then passing a second strand of DNA through this break, before rejoining the helix. [123] Topoisomerases are required for many processes involving DNA, such as DNA replication and transcription. [39]

    Helicases are proteins that are a type of molecular motor. They use the chemical energy in nucleoside triphosphates, predominantly adenosine triphosphate (ATP), to break hydrogen bonds between bases and unwind the DNA double helix into single strands. [124] These enzymes are essential for most processes where enzymes need to access the DNA bases.

    Polimerasas

    Polymerases are enzymes that synthesize polynucleotide chains from nucleoside triphosphates. The sequence of their products is created based on existing polynucleotide chains—which are called templates. These enzymes function by repeatedly adding a nucleotide to the 3′ hydroxyl group at the end of the growing polynucleotide chain. As a consequence, all polymerases work in a 5′ to 3′ direction. [125] In the active site of these enzymes, the incoming nucleoside triphosphate base-pairs to the template: this allows polymerases to accurately synthesize the complementary strand of their template. Polymerases are classified according to the type of template that they use.

    In DNA replication, DNA-dependent DNA polymerases make copies of DNA polynucleotide chains. To preserve biological information, it is essential that the sequence of bases in each copy are precisely complementary to the sequence of bases in the template strand. Many DNA polymerases have a proofreading activity. Here, the polymerase recognizes the occasional mistakes in the synthesis reaction by the lack of base pairing between the mismatched nucleotides. If a mismatch is detected, a 3′ to 5′ exonuclease activity is activated and the incorrect base removed. [126] In most organisms, DNA polymerases function in a large complex called the replisome that contains multiple accessory subunits, such as the DNA clamp or helicases. [127]

    RNA-dependent DNA polymerases are a specialized class of polymerases that copy the sequence of an RNA strand into DNA. They include reverse transcriptase, which is a viral enzyme involved in the infection of cells by retroviruses, and telomerase, which is required for the replication of telomeres. [56] [128] For example, HIV reverse transcriptase is an enzyme for AIDS virus replication. [128] Telomerase is an unusual polymerase because it contains its own RNA template as part of its structure. It synthesizes telomeres at the ends of chromosomes. Telomeres prevent fusion of the ends of neighboring chromosomes and protect chromosome ends from damage. [57]

    Transcription is carried out by a DNA-dependent RNA polymerase that copies the sequence of a DNA strand into RNA. To begin transcribing a gene, the RNA polymerase binds to a sequence of DNA called a promoter and separates the DNA strands. It then copies the gene sequence into a messenger RNA transcript until it reaches a region of DNA called the terminator, where it halts and detaches from the DNA. As with human DNA-dependent DNA polymerases, RNA polymerase II, the enzyme that transcribes most of the genes in the human genome, operates as part of a large protein complex with multiple regulatory and accessory subunits. [129]

    A DNA helix usually does not interact with other segments of DNA, and in human cells, the different chromosomes even occupy separate areas in the nucleus called "chromosome territories". [131] This physical separation of different chromosomes is important for the ability of DNA to function as a stable repository for information, as one of the few times chromosomes interact is in chromosomal crossover which occurs during sexual reproduction, when genetic recombination occurs. Chromosomal crossover is when two DNA helices break, swap a section and then rejoin.

    Recombination allows chromosomes to exchange genetic information and produces new combinations of genes, which increases the efficiency of natural selection and can be important in the rapid evolution of new proteins. [132] Genetic recombination can also be involved in DNA repair, particularly in the cell's response to double-strand breaks. [133]

    The most common form of chromosomal crossover is homologous recombination, where the two chromosomes involved share very similar sequences. Non-homologous recombination can be damaging to cells, as it can produce chromosomal translocations and genetic abnormalities. The recombination reaction is catalyzed by enzymes known as recombinases, such as RAD51. [134] The first step in recombination is a double-stranded break caused by either an endonuclease or damage to the DNA. [135] A series of steps catalyzed in part by the recombinase then leads to joining of the two helices by at least one Holliday junction, in which a segment of a single strand in each helix is annealed to the complementary strand in the other helix. The Holliday junction is a tetrahedral junction structure that can be moved along the pair of chromosomes, swapping one strand for another. The recombination reaction is then halted by cleavage of the junction and re-ligation of the released DNA. [136] Only strands of like polarity exchange DNA during recombination. There are two types of cleavage: east-west cleavage and north–south cleavage. The north–south cleavage nicks both strands of DNA, while the east–west cleavage has one strand of DNA intact. The formation of a Holliday junction during recombination makes it possible for genetic diversity, genes to exchange on chromosomes, and expression of wild-type viral genomes.

    DNA contains the genetic information that allows all forms of life to function, grow and reproduce. However, it is unclear how long in the 4-billion-year history of life DNA has performed this function, as it has been proposed that the earliest forms of life may have used RNA as their genetic material. [137] [138] RNA may have acted as the central part of early cell metabolism as it can both transmit genetic information and carry out catalysis as part of ribozymes. [139] This ancient RNA world where nucleic acid would have been used for both catalysis and genetics may have influenced the evolution of the current genetic code based on four nucleotide bases. This would occur, since the number of different bases in such an organism is a trade-off between a small number of bases increasing replication accuracy and a large number of bases increasing the catalytic efficiency of ribozymes. [140] However, there is no direct evidence of ancient genetic systems, as recovery of DNA from most fossils is impossible because DNA survives in the environment for less than one million years, and slowly degrades into short fragments in solution. [141] Claims for older DNA have been made, most notably a report of the isolation of a viable bacterium from a salt crystal 250 million years old, [142] but these claims are controversial. [143] [144]

    Building blocks of DNA (adenine, guanine, and related organic molecules) may have been formed extraterrestrially in outer space. [145] [146] [147] Complex DNA and RNA organic compounds of life, including uracil, cytosine, and thymine, have also been formed in the laboratory under conditions mimicking those found in outer space, using starting chemicals, such as pyrimidine, found in meteorites. Pyrimidine, like polycyclic aromatic hydrocarbons (PAHs), the most carbon-rich chemical found in the universe, may have been formed in red giants or in interstellar cosmic dust and gas clouds. [148]

    In February 2021, scientists reported, for the first time, the sequencing of DNA from animal remains, a mammoth in this instance over a million years old, the oldest DNA sequenced to date. [149] [150]

    Ingeniería genética

    Methods have been developed to purify DNA from organisms, such as phenol-chloroform extraction, and to manipulate it in the laboratory, such as restriction digests and the polymerase chain reaction. Modern biology and biochemistry make intensive use of these techniques in recombinant DNA technology. Recombinant DNA is a man-made DNA sequence that has been assembled from other DNA sequences. They can be transformed into organisms in the form of plasmids or in the appropriate format, by using a viral vector. [151] The genetically modified organisms produced can be used to produce products such as recombinant proteins, used in medical research, [152] or be grown in agriculture. [153] [154]

    DNA profiling

    Forensic scientists can use DNA in blood, semen, skin, saliva or hair found at a crime scene to identify a matching DNA of an individual, such as a perpetrator. [155] This process is formally termed DNA profiling, also called huella de ADN. In DNA profiling, the lengths of variable sections of repetitive DNA, such as short tandem repeats and minisatellites, are compared between people. This method is usually an extremely reliable technique for identifying a matching DNA. [156] However, identification can be complicated if the scene is contaminated with DNA from several people. [157] DNA profiling was developed in 1984 by British geneticist Sir Alec Jeffreys, [158] and first used in forensic science to convict Colin Pitchfork in the 1988 Enderby murders case. [159]

    The development of forensic science and the ability to now obtain genetic matching on minute samples of blood, skin, saliva, or hair has led to re-examining many cases. Evidence can now be uncovered that was scientifically impossible at the time of the original examination. Combined with the removal of the double jeopardy law in some places, this can allow cases to be reopened where prior trials have failed to produce sufficient evidence to convince a jury. People charged with serious crimes may be required to provide a sample of DNA for matching purposes. The most obvious defense to DNA matches obtained forensically is to claim that cross-contamination of evidence has occurred. This has resulted in meticulous strict handling procedures with new cases of serious crime.

    DNA profiling is also used successfully to positively identify victims of mass casualty incidents, [160] bodies or body parts in serious accidents, and individual victims in mass war graves, via matching to family members.

    DNA profiling is also used in DNA paternity testing to determine if someone is the biological parent or grandparent of a child with the probability of parentage is typically 99.99% when the alleged parent is biologically related to the child. Normal DNA sequencing methods happen after birth, but there are new methods to test paternity while a mother is still pregnant. [161]

    DNA enzymes or catalytic DNA

    Deoxyribozymes, also called DNAzymes or catalytic DNA, were first discovered in 1994. [162] They are mostly single stranded DNA sequences isolated from a large pool of random DNA sequences through a combinatorial approach called in vitro selection or systematic evolution of ligands by exponential enrichment (SELEX). DNAzymes catalyze variety of chemical reactions including RNA-DNA cleavage, RNA-DNA ligation, amino acids phosphorylation-dephosphorylation, carbon-carbon bond formation, etc. DNAzymes can enhance catalytic rate of chemical reactions up to 100,000,000,000-fold over the uncatalyzed reaction. [163] The most extensively studied class of DNAzymes is RNA-cleaving types which have been used to detect different metal ions and designing therapeutic agents. Several metal-specific DNAzymes have been reported including the GR-5 DNAzyme (lead-specific), [162] the CA1-3 DNAzymes (copper-specific), [164] the 39E DNAzyme (uranyl-specific) and the NaA43 DNAzyme (sodium-specific). [165] The NaA43 DNAzyme, which is reported to be more than 10,000-fold selective for sodium over other metal ions, was used to make a real-time sodium sensor in cells.

    Bioinformática

    Bioinformatics involves the development of techniques to store, data mine, search and manipulate biological data, including DNA nucleic acid sequence data. These have led to widely applied advances in computer science, especially string searching algorithms, machine learning, and database theory. [166] String searching or matching algorithms, which find an occurrence of a sequence of letters inside a larger sequence of letters, were developed to search for specific sequences of nucleotides. [167] The DNA sequence may be aligned with other DNA sequences to identify homologous sequences and locate the specific mutations that make them distinct. These techniques, especially multiple sequence alignment, are used in studying phylogenetic relationships and protein function. [168] Data sets representing entire genomes' worth of DNA sequences, such as those produced by the Human Genome Project, are difficult to use without the annotations that identify the locations of genes and regulatory elements on each chromosome. Regions of DNA sequence that have the characteristic patterns associated with protein- or RNA-coding genes can be identified by gene finding algorithms, which allow researchers to predict the presence of particular gene products and their possible functions in an organism even before they have been isolated experimentally. [169] Entire genomes may also be compared, which can shed light on the evolutionary history of particular organism and permit the examination of complex evolutionary events.

    DNA nanotechnology

    DNA nanotechnology uses the unique molecular recognition properties of DNA and other nucleic acids to create self-assembling branched DNA complexes with useful properties. [170] DNA is thus used as a structural material rather than as a carrier of biological information. This has led to the creation of two-dimensional periodic lattices (both tile-based and using the DNA origami method) and three-dimensional structures in the shapes of polyhedra. [171] Nanomechanical devices and algorithmic self-assembly have also been demonstrated, [172] and these DNA structures have been used to template the arrangement of other molecules such as gold nanoparticles and streptavidin proteins. [173]

    History and anthropology

    Because DNA collects mutations over time, which are then inherited, it contains historical information, and, by comparing DNA sequences, geneticists can infer the evolutionary history of organisms, their phylogeny. [174] This field of phylogenetics is a powerful tool in evolutionary biology. If DNA sequences within a species are compared, population geneticists can learn the history of particular populations. This can be used in studies ranging from ecological genetics to anthropology.

    Information storage

    DNA as a storage device for information has enormous potential since it has much higher storage density compared to electronic devices. However, high costs, slow read and write times (memory latency), and insufficient reliability has prevented its practical use. [175] [176]

    DNA was first isolated by the Swiss physician Friedrich Miescher who, in 1869, discovered a microscopic substance in the pus of discarded surgical bandages. As it resided in the nuclei of cells, he called it "nuclein". [177] [178] In 1878, Albrecht Kossel isolated the non-protein component of "nuclein", nucleic acid, and later isolated its five primary nucleobases. [179] [180]

    In 1909, Phoebus Levene identified the base, sugar, and phosphate nucleotide unit of the RNA (then named "yeast nucleic acid"). [181] [182] [183] In 1929, Levene identified deoxyribose sugar in "thymus nucleic acid" (DNA). [184] Levene suggested that DNA consisted of a string of four nucleotide units linked together through the phosphate groups ("tetranucleotide hypothesis"). Levene thought the chain was short and the bases repeated in a fixed order. In 1927, Nikolai Koltsov proposed that inherited traits would be inherited via a "giant hereditary molecule" made up of "two mirror strands that would replicate in a semi-conservative fashion using each strand as a template". [185] [186] In 1928, Frederick Griffith in his experiment discovered that traits of the "smooth" form of Pneumococcus could be transferred to the "rough" form of the same bacteria by mixing killed "smooth" bacteria with the live "rough" form. [187] [188] This system provided the first clear suggestion that DNA carries genetic information.

    In 1933, while studying virgin sea urchin eggs, Jean Brachet suggested that DNA is found in the cell nucleus and that RNA is present exclusively in the cytoplasm. At the time, "yeast nucleic acid" (RNA) was thought to occur only in plants, while "thymus nucleic acid" (DNA) only in animals. The latter was thought to be a tetramer, with the function of buffering cellular pH. [189] [190]

    In 1937, William Astbury produced the first X-ray diffraction patterns that showed that DNA had a regular structure. [191]

    In 1943, Oswald Avery, along with co-workers Colin MacLeod and Maclyn McCarty, identified DNA as the transforming principle, supporting Griffith's suggestion (Avery–MacLeod–McCarty experiment). [192] Late in 1951, Francis Crick started working with James Watson at the Cavendish Laboratory within the University of Cambridge. DNA's role in heredity was confirmed in 1952 when Alfred Hershey and Martha Chase in the Hershey–Chase experiment showed that DNA is the genetic material of the enterobacteria phage T2. [193]

    In May 1952, Raymond Gosling, a graduate student working under the supervision of Rosalind Franklin, took an X-ray diffraction image, labeled as "Photo 51", [194] at high hydration levels of DNA. This photo was given to Watson and Crick by Maurice Wilkins and was critical to their obtaining the correct structure of DNA. Franklin told Crick and Watson that the backbones had to be on the outside. Before then, Linus Pauling, and Watson and Crick, had erroneous models with the chains inside and the bases pointing outwards. Her identification of the space group for DNA crystals revealed to Crick that the two DNA strands were antiparallel. [195]

    In February 1953, Linus Pauling and Robert Corey proposed a model for nucleic acids containing three intertwined chains, with the phosphates near the axis, and the bases on the outside. [196] Watson and Crick completed their model, which is now accepted as the first correct model of the double-helix of DNA. On 28 February 1953 Crick interrupted patrons' lunchtime at The Eagle pub in Cambridge to announce that he and Watson had "discovered the secret of life". [197]

    The 25 April 1953 issue of the journal Naturaleza published a series of five articles giving the Watson and Crick double-helix structure DNA and evidence supporting it. [198] The structure was reported in a letter titled "MOLECULAR STRUCTURE OF NUCLEIC ACIDS A Structure for Deoxyribose Nucleic Acid", in which they said, "It has not escaped our notice that the specific pairing we have postulated immediately suggests a possible copying mechanism for the genetic material." [9] This letter was followed by a letter from Franklin and Gosling, which was the first publication of their own X-ray diffraction data and of their original analysis method. [42] [199] Then followed a letter by Wilkins and two of his colleagues, which contained an analysis of en vivo B-DNA X-ray patterns, and which supported the presence en vivo of the Watson and Crick structure. [43]

    In 1962, after Franklin's death, Watson, Crick, and Wilkins jointly received the Nobel Prize in Physiology or Medicine. [200] Nobel Prizes are awarded only to living recipients. A debate continues about who should receive credit for the discovery. [201]

    In an influential presentation in 1957, Crick laid out the central dogma of molecular biology, which foretold the relationship between DNA, RNA, and proteins, and articulated the "adaptor hypothesis". [202] Final confirmation of the replication mechanism that was implied by the double-helical structure followed in 1958 through the Meselson–Stahl experiment. [203] Further work by Crick and co-workers showed that the genetic code was based on non-overlapping triplets of bases, called codons, allowing Har Gobind Khorana, Robert W. Holley, and Marshall Warren Nirenberg to decipher the genetic code. [204] These findings represent the birth of molecular biology. [205]


    (CTRs). Regions of the chromatin containing one or more adjacent replication domains that are replicating at nearly the same time.

    Units of replication comprising a replication origin and the DNA being replicated.

    Timing transition regions

    (TTRs). Regions of the chromatin between two replications domains replicating at different times.

    Complexes comprising template DNA, oligonucleotide primers and proteins necessary for DNA replication. Two ‘sister’ replication forks are assembled at each replication origin and may be associated in 3D space.

    Stalling of replication forks, which can be caused by chemical interference or radiation, or can be the result of a lack of nucleotides or proteins necessary for DNA replication.

    (MMR). DNA repair mechanism occurring at the replication fork involved in the repair of base mismatch and small insertions/deletions occurring during DNA replication or recombination.

    A genome-wide chromatin conformation capture technology that uses chromatin digestion, re-ligation of sequences in close proximity and sequencing to identify chromatin pairwise 3D chromatin interactions in the nucleus.

    Análisis de componentes principales

    (PCA). Mathematical transformation applied on complex (with multiple variables) datasets, to extract values describing the data called PC1, PC2 and so forth, with PC1 the value best describing the data.

    Long non-coding RNA that is expressed in female cells from only one X chromosome. Xist inactivates the X chromosome from which it is expressed, enabling dosage compensation (similar X-linked gene expression levels in male and female cells).

    Asynchronous replication and autosomal RNAs

    (ASARs). Long non-coding RNAs that are essential for the timely replication and condensation of the entire chromosome from which they are expressed.

    (LADs). Domains of chromatin that come in close proximity to the nuclear lamina.

    Domains between two adjacent lamina-associated domains.

    Topologically associated domains

    (TADs). Domains of chromatin enriched for 3D interactions within the domain as compared with between domains.

    Correlative live and super-resolution microscopy

    Combines the temporal resolution of time-lapse fluorescence microscopy with the spatial resolution of super-resolution microscopy.

    (CTCF). Protein highly conserved in eukaryotes that associates with chromatin to mediate transcription and chromatin insulation.

    Protein complex composed of SMC1 and SMC3 that forms a large ring structure that accommodates two strands of chromatin. Cohesin has a key architectural role, forming chromatin loops and maintaining sister chromatids tied together after DNA replication.

    Early replication control elements

    (ERCEs). DNA sequences necessary for the early replication of entire replication domains.

    Chromatin region rich in enhancers, with a high level of transcription associated factors and acetylated histones.

    Chromatin conformation capture

    Technologies that assess 3D interactions within chromatin. These technologies are based on the cutting and re-ligation of chromatin immobilized in intact nuclei and identification of pairwise interactions by quantitative PCR or sequencing.

    Zygotic genome activation

    (ZGA). Stage of embryonic development at which the transcription of the zygotic genome becomes activated.

    Genes that are expressed only from one chromosome homologue, the choice of which is dependent on its parental origin. The mechanism behind genomic imprinting relies on DNA methylation.

    A megabase-sized locus containing the β-globin gene, which is expressed only in erythroid cells. DNA replication properties of this domain have been extensively studied as it replicates early in erythroid cells and late in other cell types.

    (rDNA). Part of the genome coding for ribosomal RNA. rDNA is constituted of several copies of the same genes, the expression of each varying depending on cell type.

    Insertions or deletions in the genome of a cell or an individual.

    Long interspersed nuclear element 1

    (LINE1). Class of transposable elements estimated to be present at around 500,000 copies in the human and mouse genomes.


    Mutated form of DNA repair protein may shed light on its role in preventing cancer

    Two trillion times each day, the cells in a typical human divide to replace old, damaged or dead cells. Before a cell divides, though, it makes an exact copy of its DNA, which will be passed on to the new cells.

    To start the copying process, the DNA double helix unwinds so each strand can serve as a template for the new DNA. Scientists refer to the unwound DNA as a replication fork because the two strands resemble a two-tined fork. As this highly complex replication process progresses, the two strands of the original DNA can break or be damaged thousands of times.

    "They're actually a pretty big assault on the cell, which is why the cells have elaborate mechanisms to make sure the replication process is protected."

    Emerging evidence indicates that a pathway to repair DNA breaks, known as homologous recombination (HR), has additional break-independent roles at stalled replication forks. A key factor in HR is a protein called RAD51, which binds to the single DNA strand at the broken end and backs up the forks by converting them into a structure that resembles a chicken foot -- a process known as fork regression.

    In a recent study, Mason created a mutated version of RAD51 to better understand its critical functions at stalled replication forks.

    "We made a recombination-defective RAD51 variant that can still bind DNA, but it cannot search for the intact copy of DNA or perform strand exchange," Mason said. "The more we understand the process, the more likely we are to figure out how it goes wrong in cancer and we can help with improved treatment strategies down the road."

    In her study, which was recently published online in Comunicaciones de la naturaleza, Mason discovered RAD51's strand exchange activity is not required for fork regression, but is important to restart replication once the obstacle has been removed.

    "The field wants to figure out what role this pathway has in cancer and what each of the players are doing," Mason said. "This study provides a missing piece in a very big puzzle that we are still trying to figure out."

    In the short term, Mason said, other scientists in the cancer biology field can apply the mutated RAD51 gene to their own research to help unravel the replication process further and better understand how breaks are repaired.

    Mason's co-author on the paper is Douglas Bishop, a faculty member at the University of Chicago and Mason's former post-doctoral research adviser.


    Typical DNA replication times - Biology

    DNA replication initiation in eukaryotic cells is mediated by a complex system, but its spatiotemporal regulation remains poorly understood.

    While factors that promote replication are typically invoked to explain initiation patterns, evidence is accumulating for the involvement of a variety of repressive factors as well.

    Combinations of repressive histone modifications may function in synergistic ways to promote site-specific replication initiation, possibly through the activity of histone mark erasers.

    Considering both activation and repression as central to replication initiation could have important implications for the interpretation of DNA replication biology.

    Genomic DNA is replicated every cell cycle by the programmed activation of replication origins at specific times and chromosomal locations. The factors that define the locations of replication origins and their typical activation times in eukaryotic cells are poorly understood. Previous studies highlighted the role of activating factors and epigenetic modifications in regulating replication initiation. Here, we review the role that repressive pathways – and their alleviation – play in establishing the genomic landscape of replication initiation. Several factors mediate this repression, in particular, factors associated with inactive chromatin. Repression can support organized, yet stochastic, replication initiation, and its absence could explain instances of rapid and random replication or re-replication.


    Independent and Stochastic Action of DNA Polymerases in the Replisome

    It has been assumed that DNA synthesis by the leading- and lagging-strand polymerases in the replisome must be coordinated to avoid the formation of significant gaps in the nascent strands. Using real-time single-molecule analysis, we establish that leading- and lagging-strand DNA polymerases function independently within a single replisome. Although average rates of DNA synthesis on leading and lagging strands are similar, individual trajectories of both DNA polymerases display stochastically switchable rates of synthesis interspersed with distinct pauses. DNA unwinding by the replicative helicase may continue during such pauses, but a self-governing mechanism, where helicase speed is reduced by ∼80%, permits recoupling of polymerase to helicase. These features imply a more dynamic, kinetically discontinuous replication process, wherein contacts within the replisome are continually broken and reformed. We conclude that the stochastic behavior of replisome components ensures complete DNA duplication without requiring coordination of leading- and lagging-strand synthesis. PAPERCLIP.

    Palabras clave: DNA polymerase DNA replication replication fork coordination replication fork progression single-molecule analysis.

    Copyright © 2017 Elsevier Inc. Todos los derechos reservados.

    Cifras

    Figure 1. Visualizing leading- and lagging-strand synthesis…

    Figure 1. Visualizing leading- and lagging-strand synthesis using a rolling-circle single-molecule assay

    180 s from start three extending molecules identified. Scale bar: 10 μm, equal to 37.0 kb dsDNA at 2,500 μl/h (Figure S1). MI. Time-lapse of three replicating molecules from D, showing synthesis with time. F. Kymographs of molecules from D, showing linear fits to trajectories yielding average rates of replication fork progression. Arrowheads: non-replicating substrates. GRAMO. Histogram of replication rates mean rate, 470 ± 180 bp•s −1 (molecules, norte=84), from Gaussian fit.

    Figure 2. Individual replication fork progression is…

    Figure 2. Individual replication fork progression is independent of primase

    Figure 3. Leading-strand polymerization is kinetically discontinuous

    Figure 3. Leading-strand polymerization is kinetically discontinuous

    15 s R 2 =0.96), ignoring the under-sampled first bin. norte, trajectories = 100.

    Figure 4. Leading- and lagging-strand polymerases function…

    Figure 4. Leading- and lagging-strand polymerases function autonomously

    Figure 5. Visualization of Okazaki fragment termini…

    Figure 5. Visualization of Okazaki fragment termini shows a direct relationship between primase concentration and…

    Figure 6. Lagging-strand synthesis occurs at the…

    Figure 6. Lagging-strand synthesis occurs at the same burst rate and processivity as leading-strand synthesis


    DNA copy-number measurement of genome replication dynamics by high-throughput sequencing: the sort-seq, sync-seq and MFA-seq family

    Genome replication follows a defined temporal programme that can change during cellular differentiation and disease onset. DNA replication results in an increase in DNA copy number that can be measured by high-throughput sequencing. Here we present a protocol to determine genome replication dynamics using DNA copy-number measurements. Cell populations can be obtained in three variants of the method. First, sort-seq reveals the average replication dynamics across S phase in an unperturbed cell population FACS is used to isolate replicating and non-replicating subpopulations from asynchronous cells. Second, sync-seq measures absolute replication time at specific points during S phase using a synchronized cell population. Third, marker frequency analysis can be used to reveal the average replication dynamics using copy-number analysis in any proliferating asynchronous cell culture. These approaches have been used to reveal genome replication dynamics in prokaryotes, archaea and a wide range of eukaryotes, including yeasts and mammalian cells. We have found this approach straightforward to apply to other organisms and highlight example studies from across the three domains of life. Here we present a Saccharomyces cerevisiae version of the protocol that can be performed in 7-10 d. It requires basic molecular and cellular biology skills, as well as a basic understanding of Unix and R.


    Ver el vídeo: Replicación del ADN Español (Septiembre 2022).