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Vasos del xilema, lignina, madera

Vasos del xilema, lignina, madera


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Aprendí que la lignina impregna las células del xilema, provocando la muerte del citoplasma debido a la incapacidad del agua y los nutrientes para pasar libremente, creando así tubos huecos adaptados para transportar materiales. Esto significa que para que el citoplasma muera y los tubos estén huecos, la lignina debe estar siempre presente ... Sin embargo, la lignina no está presente en todos los vasos del xilema ... La lignina es el tejido leñoso que solo forma el tronco de un árbol. Entonces, ¿cómo se ahuecan estas células en otras partes de la planta / árbol para crear recipientes de transporte vacíos…?


Deposición de la pared celular secundaria en el desarrollo del xilema secundario de álamo

Aunque el álamo se utiliza ampliamente para manipulaciones genómicas y biotecnológicas de la madera, la base celular del desarrollo de la madera en el álamo no se ha documentado con precisión a nivel ultraestructural. Desarrollo de células de xilema secundarias a partir de álamo híbrido (Populus deltoides X P. trichocarpa), que estaban formando activamente paredes celulares secundarias, se conservaron con la sustitución de congelación / congelación a alta presión por microscopía óptica y electrónica. La distribución de xilanos y mananos en los diferentes tipos de células del xilema secundario en desarrollo se detectó con inmunofluorescencia y marcaje con inmuno-oro. Mientras que los xilanos, detectados con el anticuerpo monoclonal LM10, tenían una distribución general a través del xilema secundario, los mananos estaban enriquecidos en la capa de fibras de la pared celular secundaria S2. Para observar las estructuras celulares asociadas con la producción de la pared secundaria, se examinaron fibras criofijadas con microscopía electrónica de transmisión durante la diferenciación. Hubo abundantes microtúbulos corticales y actividad endomembrana en las células durante la fase intensa de síntesis de la pared celular secundaria. Se observaron comúnmente pequeños compartimentos de membrana asociados a microtúbulos, así como vesículas de Golgi y secretoras que se fusionan con la membrana plasmática.


Enzimas, industriales (descripción general)

Conversión de lignina

La lignina es un polímero heterogéneo de cadena larga, insoluble en agua, compuesto principalmente por unidades de fenilpropano que suelen estar unidas por enlaces éter. La conversión de celulosa y hemicelulosa en combustibles y productos químicos deja a la lignina como subproducto. En los últimos años, la eliminación de la lignina del complejo lignina-carbohidrato ha recibido mucha atención debido a su posible aplicación en la industria de la pulpa y el papel. La barrera de la lignina puede romperse mediante una variedad de tratamientos previos que hacen que la celulosa y la hemicelulosa sean más susceptibles al ataque enzimático. El basidiomiceto, Phanerochaete chrysosporium, es capaz de degradar la lignina en un H2O2-Proceso dependiente catalizado por peroxidasas extracelulares (lignina peroxidasa y manganeso peroxidasa). Debido a la extrema complejidad del problema, queda una gran cantidad de investigación para revelar los factores esenciales involucrados en la biodegradación de la lignina.


La ubicación de las ligninas de guaiacilo y siringilo en el tejido de abedul xilema

Introducción La proporción de residuos de siringilo a guaiacilo en las ligninas de madera dura aisladas puede variar ampliamente según el proceso de extracción. Estas proporciones suelen estar determinadas por las cantidades relativas de siringaldehído y vainillina (S: V) que se pueden aislar en la oxidación alcalina de nitrobenceno de los licores (Stone / Blundell 1951). Tanto Stone (1955) como Marth (1959) han descubierto que la fracción inicial de lignina obtenida de la cocción con sulfito neutro del álamo temblón era deficiente en residuos de siringilo en comparación con la relación general S: V de la madera de álamo temblón. Además, Kyogoku y Hachihama (1961, 1962) obtuvieron fracciones de lignosulfonato de madera de haya que eran heterogéneas con respecto a los rendimientos de siringaldehído y vainillina sobre la oxidación alcalina de nitrobenceno. Uno de los resultados más sorprendentes de la literatura es que el tejido de xilema de abedul produce un valor de S: V = 3: 1 (Leopold / Malmstr m 1952) mientras que, para la lignina nativa de abedul, se obtiene una relación de: u (de Stevens / Nord 1953). Nunca se ha demostrado si las ligninas de madera dura aisladas son mezclas de macromoléculas de guaiacilo y siringilo separadas o copolímeros de guaiacil-siringilo. De manera similar, no se sabe con certeza si los residuos de guaiacilo o siringilo predominan en una región morfológica particular del tejido del xilema, aunque esto ha sido

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El xilema conduce el agua y los minerales disueltos desde las raíces a todas las demás partes de la planta. En las angiospermas, la mayor parte del agua viaja en el vasos del xilema. Estos son tubos de paredes gruesas que pueden extenderse verticalmente a través de varios pies de tejido del xilema. Su diámetro puede ser tan grande como 0,7 mm. Sus paredes están engrosadas con depósitos secundarios de celulosa y generalmente se fortalecen aún más mediante la impregnación con lignina. Las paredes secundarias de los vasos del xilema se depositan en espirales y anillos y suelen estar perforadas por hoyos.

Los vasos del xilema surgen de células cilíndricas individuales orientadas de un extremo a otro. En la madurez, las paredes terminales de estas células se disuelven y el contenido citoplasmático muere. El resultado es el vaso del xilema, un conducto continuo sin vida. El xilema también contiene traqueidas. Estas son celdas individuales ahusadas en cada extremo, de modo que el extremo ahusado de una celda se superpone al de la celda adyacente. Al igual que los vasos del xilema, tienen paredes gruesas y lignificadas y, en la madurez, no tienen citoplasma. Sus paredes están perforadas para que el agua pueda fluir de una tráqueida a la siguiente. El xilema de helechos y coníferas contiene solo traqueidas. En las plantas leñosas, el xilema más antiguo deja de participar en el transporte de agua y simplemente sirve para dar fuerza al tronco. La madera es xilema. Al contar los anillos anuales de un árbol, se están contando los anillos de xilema.


Materiales vegetales

El marco de lectura abierto de larga duración de PdWND3A fue amplificado de Populus deltoides genotipo WV94 y clonado en el vector binario pAGW560 para su transformación en WV94. Seguimos el mismo procedimiento para cultivar y mantener plantas transgénicas en los invernaderos como se informó en una publicación anterior [38]. Las condiciones de crecimiento se establecieron a 25 ° C constante con fotoperiodo de 16 h / 8 h.

Alineación de secuencias de aminoácidos y análisis filogenético

AtSND1 (AT1G32770) se sometió a Phytozome v12.0 (https://phytozome.jgi.doe.gov) [8] y BLAST (https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi) [1 ] para identificar las proteínas que contienen el dominio NAC en el Populus (P. trichocarpa) y Arabidopsis (A. thaliana) genomas. Los homólogos de secuencia de aminoácidos de longitud completa de AtSND1 de cada especie se utilizaron posteriormente para realizar una búsqueda de homólogos de secuencia recíproca con & gt un límite de similitud de aminoácidos del 30% (valor e& lt 0,01). Las proteínas recolectadas se utilizaron como sujetos en la base de datos Pfam para predecir dominios de proteínas putativos y motivos funcionales [7]. El árbol filogenético fue construido por PhyML (un software de filogenia basado en el principio de máxima verosimilitud) utilizando la matriz modelo Jones-Taylor-Thornton (JTT) de sustitución de aminoácidos con 1000 replicaciones bootstrap [9]. Se utilizó el algoritmo de intercambio de vecinos más cercano (NNI) para realizar la búsqueda de topología de árbol.

Tinción con floroglucinol-HCl

Para obtener la imagen de la formación de vasos del xilema a partir de OXPdWND3A plantas transgénicas y plantas de tipo salvaje WV94, los tejidos del tallo se recogieron en una posición 15 cm por encima de la base del tallo de plantas de 6 meses de edad. La muestra de sección transversal se cortó en rodajas con un grosor de 100 μm sin ninguna fijación utilizando un micrótomo Leica RM2255 (Leica biosystems, IL). Cada rebanada se tiñó directamente en 2% de floroglucinol (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO) disuelto en etanol al 95% durante 5 minutos en la oscuridad. El color rojo se desarrolló agregando 2-3 gotas de clorhidrato (HCl) concentrado. Las imágenes se capturaron utilizando el microscopio de disección SteREO Discovery V8 (ZEISS, Thornwood, NY). El recuento total de vasos en cada imagen fue determinado por el programa de código abierto ImageJ1 [30].

Extracción de ARN y RT-PCR

Para medir la abundancia relativa de transcripciones de PdWND3A y genes relacionados con la biosíntesis de la pared celular secundaria, el ARN total se extrajo del tejido del tallo joven (1-3 entrenudos) y la hoja madura (4-6 del ápice) de un niño de seis meses Populus plantas con kit de extracción Plant Spectrum RNA con tratamiento de DNasa en columna siguiendo el manual del fabricante (Sigma-Aldrich). Realizamos una reacción en cadena de la polimerasa de transcripción inversa cuantitativa (sq- o qRT-PCR) para determinar la abundancia relativa de transcripción de genes seleccionados. El ADN complementario de hebra simple (ADNc) se sintetizó a partir de 1 μg de ARN total mediante incubación de 1 h con transcriptasa inversa RevertAid (Thermo Fisher Scientific, Hudson, NH) a 42 ° C. Se utilizó un μl de ADNc diluido dos veces para la reacción de PCR en tiempo real. La reacción de PCR se realizó con la mezcla maestra de qPCR Maxima SYBR Green / ROX que incluye uracil ADN glicosilasa (UDG) (Thermo Fisher Scientific). Los cebadores de genes específicos utilizados para las reacciones de PCR se enumeraron en el archivo adicional 1. La reacción de PCR se inició con la activación de UDG a 50 ° C durante 2 minutos, una desnaturalización previa de 95 ° C durante 10 minutos, seguida de 40 ciclos de dos combinados pasos de 95 ° C durante 15 sy 60 ° C durante 30 s. La expresión genética relativa se calculó mediante 2 –ΔΔConnecticut ecuación [17]. Populus UBIQUITIN C (PdUBCc, Potri.006G205700) se utilizó como control interno para todos los análisis de cuantificación relativa.

Análisis de composición química

Composición química, incluidos los carbohidratos y la lignina del OXPdWND3A líneas transgénicas, se analizó y comparó con el control (tipo salvaje WV94) mediante hidrólisis de ácido sulfúrico en dos pasos de acuerdo con el procedimiento NREL [32]. Wiley-molida, 6 meses Populus los tallos se extrajeron con Soxhlet usando etanol / tolueno (1: 2, v / v) durante 12 h. Para el análisis de los tejidos foliares, se realizaron 12 h adicionales de extracción de etanol / tolueno y 12 h de extracción de acetona. Las muestras libres de extractos se secaron al aire y se hidrolizaron mediante el método ácido de dos pasos. Brevemente, la biomasa se hidrolizó con 72% de H2ASI QUE4 a 30 ° C durante 1 h y 4% H2ASI QUE4 a 121 ° C durante 1 h. Los residuos sólidos se filtraron y lavaron con cantidades excesivas de agua desionizada y se secaron al horno a 105 ° C durante 24 h. El contenido de cenizas se midió en un horno de mufla a 575 ° C durante 12 h. El contenido de lignina de Klason se calculó de la siguiente manera:

Los contenidos de carbohidratos se analizaron usando un sistema de cromatografía iónica Dionex ICS-3000 con patrones externos.

Análisis de la relación de lignina S / G

Se utilizó el análisis de resonancia magnética nuclear (RMN) para medir la relación de lignina S / G. Las muestras de tallo se extrajeron como se describió anteriormente. La enzima celulolítica lignina se aisló de la biomasa libre de extractos como se describe en un estudio anterior [42]. La lignina aislada (

30 mg) se disolvió con DMSO-D6 en tubo de RMN de 5 mm. Se utilizó una espectroscopia Bruker Avance III de 400 MHz equipada con una sonda de observación de banda ancha de 5 mm y una secuencia de pulsos estándar de Bruker ('hsqcetgpsi2') para el análisis de RMN bidimensional (2D) de coherencia cuántica simple heteronuclear (HSQC) de 1 H-13 C a 300 K. Se emplearon anchos espectrales de 11 ppm (1 H, 2048 puntos de datos) y 190 ppm en F1 (13 C, 256 puntos de datos) para las dimensiones 1 H y 13 C, respectivamente. El número de transitorios fue 64 y la constante de acoplamiento (1 JCH) utilizado fue de 145 Hz. Se utilizó el software Bruker Topspin (v3.5) para el procesamiento de datos.

Ensayo de eficiencia de sacarificación

Los tejidos del tallo recolectados en una posición 15 cm por encima de la base del tallo de las plantas de 6 meses se secaron y se molieron con Wiley hasta una malla de 40 para medir la liberación de azúcar. Se colocaron aproximadamente 250 mg de muestra en una solución tampón de citrato 50 mM (pH 4,8) con una carga de 70 mg / g de biomasa de Novozymes CTec2 (Novozymes, Franklinton, NC). La hidrólisis enzimática se realizó a 50 ° C con 200 rpm en una incubadora agitadora durante 48 h. Las enzimas en el hidrolizado se desactivaron en el agua hirviendo durante 5 minutos antes del análisis de los azúcares liberados utilizando el sistema de cromatografía iónica Dionex ICS-3000. Cada análisis se realizó por duplicado de una sola planta de cada línea transgénica.

Análisis estadístico

La prueba T (contra WV94) se realizó en pag & lt 0,01 por función de prueba t integrada en el software Excel (Microsoft, Redmond, WA) para todos los análisis estadísticos. El asterisco en cada figura indica una diferencia significativa con respecto a WV94 o muestras de control (pag & lt 0.01).


Vasos del xilema, lignina, madera - Biología

Foto: Fredrik Larsson

Mi investigación se centra en la lignificación y muerte celular de los elementos del xilema y cómo estos procesos influyen en las propiedades químicas y físicas de las paredes celulares secundarias y los tejidos leñosos de las plantas vasculares. Usamos dos sistemas modelo. Las raíces y los hipocótilos de Arabidopsis thaliana proporcionan excelentes modelos para comprender el control molecular y genético de la diferenciación del xilema, mientras que los tejidos leñosos del álamo temblón (Populus tremula) los árboles son prácticos para la expresión génica de alta resolución, ensayos genéticos, genómicos y funcionales.

Los elementos del xilema maduran al depositar paredes celulares secundarias ricas en celulosa hasta que mueren por muerte celular programada. Por tanto, la muerte celular controla el grosor de las paredes celulares secundarias del xilema controlando el tiempo de vida de los elementos del xilema. Anteriormente hemos demostrado que la muerte celular también controla la lignificación de los elementos del xilema. Trabajo realizado en el Zinnia elegans El sistema de diferenciación de elementos traqueales reveló que la biosíntesis de lignina continúa incluso después de la muerte celular y que la polimerización de la lignina ocurre solo después de la muerte celular. Esta secuencia de eventos debe controlarse estrictamente en el tiempo y el lugar. En mi trabajo anterior, caractericé el proceso de muerte celular e identifiqué factores que controlan tanto la lignificación como la muerte celular de los elementos del xilema. El objetivo actual es identificar los factores que inician y ejecutan la muerte celular del xilema. Una de las áreas de enfoque es la señalización y caracterización funcional de la Arabidopsis thaliana familia de genes de la metacaspasa utilizando métodos genéticos inversos, genéticos directos y bioquímicos en plantas intactas y en elementos traqueales ectópicos inducidos por hormonas.

El hecho de que la vida útil de los elementos del xilema controle el grosor de las paredes celulares y, por tanto, el grado de producción de biomasa dentro de cada célula, implica que la identificación de los factores que controlan la muerte celular podría utilizarse para modificar la producción total de biomasa en los árboles forestales. Hemos adoptado dos enfoques diferentes para investigar las relaciones entre la maduración del xilema, las propiedades químicas y físicas de la pared celular secundaria y las propiedades de la madera. El primer enfoque es modificar la expresión de genes candidatos seleccionados en álamo temblón transgénico (Populus tremula) árboles que utilizan promotores específicos de células, las últimas tecnologías de edición de ADN y una plataforma de fenotipado de árboles con el objetivo de retrasar la muerte de las células del xilema y, por lo tanto, mejorar las propiedades de la biomasa. El segundo enfoque aprovecha la variación natural dentro de una población de álamo temblón sueco con el objetivo de identificar la variación en la pared celular secundaria y las propiedades de la madera y el mecanismo molecular subyacente mediante el mapeo de asociación de todo el genoma.


Xilema y floema

Las plantas no tienen vasos sanguíneos, sino que tienen vasos de xilema y floema. El xilema transporta agua, mientras que el floema transporta glucosa y aminoácidos disueltos. Ambos están especializados para llevar a cabo su función y están dispuestos de tal manera que den a la planta la mayor estructura y soporte posible.

Paquetes vasculares

Las plantas contienen recipientes que funcionan para transportar agua y azúcares de una parte de la planta a otra. Xilema transporte de embarcaciones agua y iones minerales disueltos desde las raíces hasta el resto de la planta y además aportan Soporte estructural. Líber Los recipientes transportan sustancias disueltas, como sacarosa y aminoácidos, desde las hojas hasta el resto de la planta. Los vasos del xilema y el floema se agrupan dentro del tallo de la planta y forman haces vasculares. Esclerénquima Las fibras también se encuentran dentro de los haces vasculares y proporcionan apoyo al tallo.

Dentro de la planta madre, los vasos del xilema se encuentran en el interior. El tejido del floema se encuentra en el medio del haz vascular y las fibras del esclerénquima se encuentran en el exterior. Tener los vasos del xilema más fuertes en el centrar proporciona fuerza al tallo y actúa como un "andamio" interno para sostener el vástago y evitar que se doble con el viento.

En el raíz, el xilema forma una estructura en forma de cruz en el centro que está rodeado por vasos de floema. Esta disposición agrega fuerza a la raíz a medida que avanza a través del suelo.

Dentro de hoja, los vasos del xilema se encuentran hacia el cima del haz vascular con los vasos del floema que se encuentran debajo.

Xilema

Transporte de vasos del xilema agua y iones minerales desde las raíces hasta el resto de la planta. Están hechos de células muertas y huecas con sin paredes de celdas finales. Esta forma un tubo continuo cuando las células del xilema se apilan una encima de la otra. Las celdas tienen sin orgánulos ni citoplasma, lo que crea más espacio dentro del recipiente para transportar agua. Las paredes celulares contienen pozos lo que permite que el agua y los iones minerales entren y salgan del recipiente. La pared celular también contiene una sustancia leñosa y resistente llamada lignina, que fortalece el vaso del xilema y proporciona estructura y soporte a la planta.

Líber

Los vasos del floema transportan sustancias disueltas, como sacarosa y aminoácidos de las partes de la planta donde se fabrican (fuentes) a las partes de la planta donde se utilizan (se hunde). Las hojas son fuentes porque producen glucosa a partir de la fotosíntesis y partes de la planta donde se almacena el azúcar, como raíces y bulbos, actúan como sumideros.

Los vasos del floema están formados por dos tipos de células: elementos de tubo de tamiz y células compañeras. Los elementos del tubo del tamiz son viviendo células y se unen de extremo a extremo para formar tubos de tamiz. Los extremos de cada celda constan de un "placa de tamiz'Que contiene muchos agujeros para permitir que los solutos se muevan de una celda a la siguiente. Las celdas del tubo tamiz contienen sin orgánulos y muy poco citoplasma para crear más espacio para el transporte de solutos. La ausencia de un núcleo y otros orgánulos significa que estas células no pueden sobrevivir por sí solas, por lo que cada elemento del tubo de tamiz está asociado con un celda compañera, que contiene un núcleo y está lleno de mitocondrias. Las mitocondrias proporcionan mucha energía para la carga activa de sacarosa en el elemento del tubo de tamiz. El elemento del tubo de tamiz y la celda complementaria están conectados a través de plasmodesmos (canales en la pared celular) que permite que las dos células se comuniquen.

Esclerénquima

Junto con los vasos del xilema y el floema, fibras de esclerénquima también se encuentran dentro de los haces vasculares y proporcionan Soporte estructural a la planta. Están formados por haces de células muertas largas. Las celdas tienen un lumen hueco y las paredes celulares están engrosadas con lignina. Las paredes celulares también contienen más celulosa que una célula vegetal típica que produce fibras de esclerénquima particularmente fuerte.

Disección de tallos de plantas

Para ver los haces vasculares bajo el microscopio, primero debe diseccionar el tallo de la planta y preparar una muestra de tejido. Lo haría siguiendo el método a continuación:

Corta una sección delgada del tallo de la planta con un bisturí. Tenga cuidado al utilizar la muestra y recuerde cortar de ti.

Coloque la muestra de tejido en agua para evitar que se seque.

Coloque la muestra de tejido en un plato pequeño que contenga la mancha. Una tinción común que se usa para ver los haces vasculares es azul de toluidina O (TBO) que tiñe lignina azul / verde que le permitirá visualizar el xilema y las fibras del esclerénquima. Las células del floema y el tejido restante aparecerán de color rosa / violeta.

Enjuagar las muestras de tejido en agua y coloque cada una en un portaobjetos de microscopio.

Haz vascular en una hoja de trébol visto bajo el microscopio. Crédito de la imagen: Berkshire Community College Bioscience Image Library.


Actividad de lignificación y peroxidasa en brotes de bambú (Phyllostachys edulis A. et C. Riv.)

Introducción Los bambúes son pastos perennes con tejidos lignificados en los tallos que se distribuyen principalmente en la vegetación natural de Asia. El bambú se ha utilizado y es un material principal para la construcción de viviendas, muebles, artículos de artesanía y para la fabricación de pulpa y papel, debido a sus propiedades únicas (Liese 1987). Los bambúes son las plantas de más rápido crecimiento. Alcanzan su altura máxima de 15 a 30 m en un período de 2 a 4 meses (Itoh 1990 Liese 1987). No se produce un engrosamiento anual de las células del xilema durante el año. La lignificación completa de las células componentes se completa en una temporada de crecimiento (Itoh 1990). Itoh (1990) investigó ampliamente el progreso de la lignificación en el culmo de Phyllostachys heterocyda. Mostró que los avances transversales y axiales de lignificación en las células componentes preceden desde el exterior hacia el interior del culmo y hacia arriba desde el entrenudo basal hasta el superior, respectivamente, y que la lignificación de las fibras precede a la del parénquima tisular triturado. La lignificación no ocurrió en las células del parénquima al menos en el culmo de 5 m de altura (Higuchi et al. 1953). En los tallos de bambú, las células del parénquima, que forman la matriz basal, aparecen en su mayoría alargadas, pero también están presentes células pequeñas, casi cúbicas, intercaladas entre los tallos de bambú.

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Vasos del xilema, lignina, madera - Biología

1. La transpiración es la pérdida inevitable de vapor de agua como consecuencia del intercambio de gases en la hoja.

  • células de tejido vascular alargadas de paredes gruesas
    • arreglado de extremo a extremo
    • conectado por placas de extremo perforadas
    • dejando un microtubo continuo para transportar agua e iones minerales disueltos
    • desde las raíces hasta las partes aéreas de la planta
    • xilema lignificado:
      • células de tejido vascular reforzadas con engrosamientos helicoidales o en forma de anillo de la pared celular de celulosa impregnada con lignina
      • la lignina endurece las paredes celulares, proporcionando resistencia a la presión

      Pared celular en el xilema [imagen] Science Daily. Consultado el 1 de junio de 2012

      Corriente de transpiración [imagen] TwyfordBiology. Consultado el 1 de junio de 2012

      5. La captación activa de iones minerales en las raíces provoca la absorción de agua por ósmosis.

      • Debido a que la concentración de iones minerales suele ser menor en el suelo que en la raíz, el transporte activo se utiliza para concentrar iones minerales en la raíz.
      • Debido a que el transporte activo requiere ATP, las células epidérmicas de la raíz son ricas en mitocondrias y requieren un suministro de oxígeno para la respiración celular.
      • transporte activo: la oxidación de ATP proporciona la energía para que los protones sean bombeados desde el interior hacia el exterior de las membranas de las células epidérmicas de la raíz = quimiosmosis, produciendo un potencial de membrana H +
      • Los cationes, como el K +, son impulsados ​​desde el líquido extracelular al líquido intracelular, a través de canales de membrana, por su repulsión de carga eléctrica de los H + concentrados en el líquido extracelular.
      • los aniones, como el NO3-, se mueven desde el líquido extracelular al líquido intracelular, a través de canales de membrana, por cotransporte con H +, que desciende por su gradiente de difusión.

      Foros de Biología de Captación de Iones [imagen]. Obtenido el 1 de junio de 2012 de http://biology-forums.com/index.php?action=gallerysa=viewid=1016

      6. Las células protectoras pueden regular la transpiración abriendo y cerrando los estomas. La hormona vegetal ácido abscísico provoca el cierre de los estomas.

      7. Los factores abióticos de luz, temperatura, viento y humedad, afectan la tasa de transpiración en una planta terrestre típica.

      Luz:
      Temperatura:
      Viento:
      Humedad:

      8. Aplicación: Adaptaciones de plantas en desiertos y suelos salinos para conservación de agua.

      • hojas reducidas: minimiza la pérdida de agua al reducir la superficie foliar
      • cutícula cerosa engrosada: minimiza la pérdida de agua al limitar la pérdida de agua a través de la epidermis
      • número reducido de estomas: minimiza la pérdida de agua a través de las hojas
      • suculencia: los tallos especializados para el almacenamiento de agua maximizan la retención de agua disponible durante las lluvias poco frecuentes

      Aplicaciones y habilidades:

      Aplicación: Modelos de transporte de agua en xilema utilizando aparatos simples que incluyen papel secante o de filtro, macetas porosas y tubos capilares.

      Habilidad: Dibujar la estructura de los vasos del xilema primario en secciones de tallos basándose en imágenes de microscopio.

      Habilidad: Medición de las tasas de transpiración utilizando potómetros. (Práctica 7)

      Habilidad: Diseño de un experimento para probar hipótesis sobre el efecto de la temperatura o la humedad en las tasas de transpiración.


      Ver el vídeo: Vaso condutor - Xilema e floema ensino fundamental (Noviembre 2022).